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新型抗菌物质DAPC对变异链球菌粘附作用的影响

蒋娟娜 解保生 吴云鼎 周甜

蒋娟娜, 解保生, 吴云鼎, 周甜. 新型抗菌物质DAPC对变异链球菌粘附作用的影响[J]. 昆明医科大学学报, 2018, 39(03): 55-58.
引用本文: 蒋娟娜, 解保生, 吴云鼎, 周甜. 新型抗菌物质DAPC对变异链球菌粘附作用的影响[J]. 昆明医科大学学报, 2018, 39(03): 55-58.
Yingyuan ZHANG, Chunyan MOU, Huan MU, Danqing XU, Lixian CHANG, Yuanzhen WANG, Chunyun LIU, Li LIU. Comparison of Efficacy of Tenofovir Amibufenamide and Tenofovir Disoproxil Fumarate on Chronic Hepatitis B[J]. Journal of Kunming Medical University.
Citation: Jiang Juan Na , Jie Bao Sheng , Wu Yun Ding , Zhou Tian . Effect of DAPC on Adhesion of Streptococcus Mutans[J]. Journal of Kunming Medical University, 2018, 39(03): 55-58.

新型抗菌物质DAPC对变异链球菌粘附作用的影响

基金项目: 

基金: 云南省科技厅-昆明医科大学应用基础研究联合专项基金资助项目 (U0120140798);

Effect of DAPC on Adhesion of Streptococcus Mutans

Funds: 

基金: 云南省科技厅-昆明医科大学应用基础研究联合专项基金资助项目 (U0120140798);

  • 摘要: 目的 研究新型抗菌物质新型氨基酸衍生物抗菌物质-焦谷氨酸双癸基二甲基氨基羧酸盐 (N, N-di-n-decyl-N, N-dimethyl-ammonium 5-oxopyrrolidine-2-carboxylate, DAPC) 对变异链球菌粘附的影响.方法采用2倍稀释法测定DAPC和葡萄糖酸氯己定对变异链球菌的最低抑菌浓度和最低杀菌浓度.在此基础上, 以葡萄糖酸氯己定为阳性对照, PBS为阴性对照, 结晶紫法测定比较短时浸泡药物后釉质片表面生物膜的形成量.结果DAPC对变异链球菌的MIC为0.003 125 0%, MBC为0.006 250 0%;葡萄糖酸氯己定对变异链球菌的MIC为0.001 562 5%, MBC为0.003 125 0%.2种药物MIC浸泡后生物膜形成量与PBS浸泡组差异无统计学意义 (P>0.05) .而随着浓度升高, 当葡萄糖酸氯己定和DAPC浓度分别为0.12%和0.24%时, 实验组生物膜形成量显著低于PBS组 (P<0.01) , 且在24 h后与葡萄糖酸氯己定组差异无统计学意义 (P>0.05) .结论 DAPC对变异链球菌有明显的抗菌活性, 可持续较长时间抑制细菌粘附作用.
  • 临床中因为牙体牙髓、牙周等疾病导致的牙槽骨缺损已经屡见不鲜,这为后续的修复造成了严重的不便,进而影响患者的生理和心理健康[1]。尽管自体骨的移植疗效可能是更好的,但其对供区造成一定的创伤,一些骨替代材料开始运用于临床。其中Bio-Oss无机小牛骨颗粒被普遍用于临床,得到国际的广泛认可[2]。Bio-Oss骨粉具有超级多孔结构,有助于间充质干细胞(mesenchymal stem cell,MSC)爬行附着于骨粉表面分化形成新骨。牙髓干细胞(dental pulp stem cell,DPSC)是一类具有高度的分化能力的牙源性干细胞,如神经细胞、脂肪细胞、成骨和软骨细胞、血管细胞和牙本质细胞等[34]。多项研究证明Bio-Oss骨粉与DPSC具有良好的相容性、可行性和安全性,能够有效促进骨修复和愈合,显示出良好的应用前景[5-7]。但是鲜有文献提及Bio-Oss骨粉与DPSC的合适配比,若配比不合适,则会影响成骨的速度和效率。因此,本课题拟初步探究Bio-Oss骨粉与DPSC的大致配比,以期为临床应用提供有价值的信息。

    0.25%胰蛋白酶(BI,以色列);磷酸盐缓冲液(PBS,索莱宝);α-MEM培养基(Gibco,美国);胎牛血清(BI,德国);Human MSC Analysis Kit (BD,美国);Human MesenCult™ Osteogenic Differentiation Kit (Stemcell,加拿大);Human MesenCult™ Adipogenic Differentiation Kit (Stemcell,加拿大);茜素红(索莱宝);油红O(索莱宝);酶联免疫检测仪(Thermo,美国);流氏细胞仪(BD,美国);碱性磷酸酶活性检测试剂盒(碧云天);GFP慢病毒(吉凯,中国)。

    1.2.1   DPSC的分离、培养及鉴定

    经昆明医科大学附属延安医院伦理委员会审批通过,患者监护人签字同意,在口腔外科收集新鲜拔除、无牙体牙髓及牙周疾病且根尖未发育完全的第三磨牙。迅速用含2%双抗的α-MEM培养基保存放入冰盒中,随即在细胞工作间中处理标本。用含2%双抗PBS冲洗彻底清除血凝块并刮除根面软组织,使用咬骨钳将牙齿劈开,获取无损伤的牙髓组织,使用1 mL注射器反复捣碎牙髓组织,转移至培养皿中倒置放入37 ℃细胞培养箱中温育15 min,加入含20% FBS的培养基,动作轻柔勿使组织块浮起,每3 d换液,待细胞大量爬出后消化细胞传代扩大培养。

    流式细胞术鉴定:取第4代DPSC消化、离心,PBS重悬,制备成单细胞悬液计数备用。以每管5×105个细胞数加入流式管内,根据试剂操作说明,加入CD11b、CD19、CD34、CD45、HLA-DR、CD73、CD90、CD105抗体,避光孵育30 min。加入鞘液清洗1遍,弃上清,然后加入 200~300 µL的鞘液上机,检测细胞表面抗原,进行免疫表型分析。

    1.2.2   DPSC成骨、成脂向分化

    取第4代DPSC,每孔5×105个细胞接种于6孔板内,待细胞融合在80%以上时更换Human MesenCult™ Osteogenic Differentiation Kit和Human MesenCult™ Adipogenic Differentiation Kit,对照组正常培养,连续培养3周后吸弃培养基并用PBS漂洗,加入70%乙醇固定细胞2 h,PBS洗3遍,加入茜素红和油红O 染色5 min,倒置显微镜下观察染色的面积大小以及颜色深浅。

    1.2.3   GFP病毒转染DPSC

    根据吉凯病毒转染手册,预实验摸得GFP病毒转染DPSC的MOI = 10。取24孔板,每孔接种4×104个细胞,细胞融合至90%左右加入嘌呤霉素,设置0.25 μg/L、0.5 μg/L、1 μg/L、1.5 μg/L、2 μg/L浓度,摸得48 h杀死全部细胞的最低浓度为0.5 μg/L。取第3代DPSC和6孔板,每孔接种5×105 个细胞,计算并加入相应的慢病毒体积,转染96 h后换液,加入0.5 μg/L嘌呤霉素培养基,杀死野生型细胞。

    1.2.4   碱性磷酸酶

    (Alkaline phosphatase,ALP)活性检测 取24孔板,每孔加0.05 g骨粉铺满孔板底,成骨培养基浸润骨粉后,分别加入1×105、2×105、4×105、8×105个细胞,对照组不加骨粉,其余条件一致培养。分别在培养第3天和第7天时用1%×-Trition裂解细胞,4 ℃下,14000 g离心3 min后取上清,按照碧云天碱性磷酸酶试剂盒操作说明测定ALP活性。

    1.2.5   SEM扫描DPSC在骨粉表面黏附的情况

    按照同上条件,Bio-Oss和DPSC复合培养7 d后,小心吸弃培养液,每孔加入1 mL赛维尔扫描电镜固定液,4 ℃ 固定细胞4 h 后送至赛维尔生物公司进行扫描电镜。

    所有数据应用SPSS24.0软件分析。计量资料用 $\bar x \pm s $表示,采用单因素方差分析,组间两两比较方差齐者用 LSD 检验,方差不齐者用Tamhane T2检验。P < 0.05为差异有统计学意义,Graphpad Prism6作图。

    牙髓组织采用组织块法贴壁培养5 d后镜下可见类成纤维样的细胞沿着组织块边缘呈放射状爬出(图1A),传代后细胞生长速度加快(图1B)。对照组则无红色的颗粒(图1C)。细胞连续诱导成骨3周后茜素红染色后可见大量明显红色的颗粒(图1D),对照组则未见染红的脂滴(图1E),细胞向成脂诱导3周后油红O染色后可见有脂滴被染红(图1F)。表明DPSC具有多向分化潜能,属于间充质干细胞来源。

    图  1  DPSC的培养及多向分化能力鉴定
    A:DPSC原代细胞(×50);B:扩大培养第三代细胞(×50);C:DPSC成骨对照组组染色所见(×100);D:DPSC成骨诱导组染色所见(×100);E:DPSC成脂对照组染色所见(×200);F:DPSC成脂诱导组染色所见(×200)。
    Figure  1.  Culture of DPSC and appraisal of multi -directional differentiation ability

    流式细胞术检测显示间充质干细胞表面标志物CD73占99.90%,CD90占99.96%、CD105占99.08%,均呈阳性高表达,而造血细胞标记物CD34、CD45以及免疫细胞表面标记物CD19、CD11b、HLA-DR则呈阴性(占0.12%),证明属于间充质干细胞家族,排除造血来源的干细胞(图2)。

    图  2  流式鉴定DPSC干细胞标记物
    Figure  2.  Identification of DPSC surface antigen by flow cytometry

    在转染GFP后,48 h后荧光显微镜下可见散在少量的荧光表达,在96 h达到高峰(图3A3C)。GFP-DPSC在Bio-Oss骨粉中可以很好的生长和增殖,随着培养时间的延长,细胞逐渐爬行至骨粉的深部孔隙之中(图4A4B)。

    图  3  GFP转染DPSC不同时间荧光表达(×100)
    A:36 h GFP转染DPSC的荧光表达;B:72 h GFP转染DPSC的荧光表达;C:96 h GFP转染DPSC的荧光表达。
    Figure  3.  Fluorescence expression of GFP transfected DPSC at different time
    图  4  GFP-DPSC在Bio-Oss骨粉中的生长(×100)
    A:第3天时GFP-DPSC在Bio-Oss骨粉中的状态;B:第14天时GFP-DPSC在Bio-Oss骨粉中的状态。
    Figure  4.  Growth of GFP-DPSC in Bio-Oss bone powder

    第3天和第7天与对照组相比,DPSC复合骨粉培养后ALP活性比对照组高,P < 0.05,差异具有统计学意义,说明不同数目的DPSC复合同样质量的Bio-Oss骨粉的成骨能力是不一致的。第3天时,各组ALP活性呈指数型曲线,但到第7天时,4×10 5和8×105组的ALP活性并没有与第3天时的保持一致,细胞数目翻倍,但8×105组的ALP活性并没有翻倍,出现了下降的趋势(图5图6)。

    图  5  第3天ALP活性比较
    *P < 0.05,**P < 0.01。
    Figure  5.  Comparison of ALP activity on day 3
    图  6  第14天ALP活性比较
    *P < 0.05,**P < 0.01。
    Figure  6.  Comparison of ALP activity on day 14

    SEM扫描图片发现1×105图7)和2×105图8)组黏附爬行在骨粉表面的细胞数目较少, 4×105图9)组细胞数目稍多,8×105图10)组爬满整个骨粉表面,部分细胞呈复层生长。细胞在骨粉表面爬行黏附后会伸出伪足与骨粉表面进行连接(图710)。

    图  7  1×105组同一视野下SEM图像
    A:100 μm ;B:50 μm。
    Figure  7.  SEM images of 1×105 groups in the same field of view
    图  8  2×105组同一视野下SEM图像
    A:100 μm ;B:50 μm。
    Figure  8.  SEM images of 2×105 groups in the same field of view
    图  9  4×105组同一视野下SEM图像
    A:100 μm ;B:50 μm。
    Figure  9.  SEM images of 4×105 groups in the same field of view
    图  10  8×105组同一视野下SEM图像
    A:100 μm ;B:50 μm。
    Figure  10.  SEM images of 8×105 groups in the same field of view

    众所周知,支架和干细胞是再生工程的两个关键要素,Bio-Oss骨粉已经被广泛用于口腔牙槽骨缺损的患者,其临床疗效已经得到认可,能够有效形成新骨,修复骨缺损[7-9]。Bio-Oss骨粉作为一种替代的生物材料,具有高柔韧性和可塑性以及最少的感染和免疫反应风险[1011]。Bio-Oss骨粉可以为多种MSC的存活提供良好的环境,MSC能够附着在Bio-Oss支架上增殖和分化[12]。在动物研究中,植入Bio-Oss骨粉的MSC增加了支架与宿主骨的整合,并将其形态改变为成骨样细胞[13]。在体外循环压缩压力下,在循环压缩压力下,骨髓间充质干细胞(Bone marrow mesenchymal stem cell,BMSC)向成骨细胞的分化显著增加[14]。在上颌窦底提升过程中,植入BMSC和Bio-Oss的加压复合物可促进新骨的形成[15]。在脂肪来源的干细胞(adipose-derived stem cell,ADSC)和Bio-Oss的复合物局部注射信号素3A (Sema3A)促进了2型糖尿病的大鼠颅骨骨再生[16]

    尽管Bio-Oss骨粉与MSC能够更好地促进成骨,但是很多实验并未明确指出MSC的接种数目和合适的Bio-Oss质量。而且,笔者认为固定质量的Bio-Oss骨粉所能容纳的干细胞数目是有限的,如果干细胞数目过少,则无法充满骨粉的孔隙,成骨的效率减弱;若干细胞数目过多,则会造成竞争,造成干细胞资源的浪费。另一方面,干细胞的种类也同样影响接种数目,因为不同的干细胞其大小、增殖能力和分化能力是不一致的[1718]。ADSC、BMSC和DPSC都具有形成矿化组织的能力。然而,对于其矿化组织工程能力的比较研究较少,未得到充分的探索。研究发现,DPSC的成骨潜能明显大于BMSC和ADSC,DPSC具有产生相对高量矿化基质的最大潜力[19]。将BMSC和DPSC联合Bio-Oss移植在颅面区域促进骨再生,发现2组具有相似的骨密度、新骨形成和成骨相关蛋白表达,在体内的骨再生效果相匹配[20]。一项meta分析评价显示,与对照组相比,在4周时,DPSC与支架复合物的新骨形成显著增加[21]。但是在阅读文献时发现没有明确的细胞和骨粉用量,作者是否认为这不是一个重要的信息所以没有描述。如Wang等[22]仅描述以2 × 106细胞/mL的密度将BMSCs悬液加入Bio-Oss颗粒中,未说明骨粉具体质量,但是DPSC与BMSC的细胞形态大小以及分化能力是不一致的,所以BMSC接种的数目对DPSC而言并没有太多的指导价值。

    Bio-Oss骨粉作为固体颗粒具有遮光性,普通光镜下无法看到细胞的状态,因此本课题预先将GFP慢病毒成功转染DPSC并筛选扩大培养以便于在荧光显微镜下观察。笔者发现大约0.05g的骨粉可以均匀散在的铺在24孔板的底部,将细胞数目定为1×105、2×105、4×105、8×105四组。ALP是成骨分化过程中细胞分泌的的一种酶,它的表达活性是成骨细胞分化、成熟一个非常明显的特征[23]。在第3天时,ALP活性测定的数值发现8×105组几乎是4×105的两倍,与细胞数目增长的趋势大致相同。但是在第7天时, 4×105但8×105组却没有出现预期的结果,与第3天的结果保持一致,反而稍稍出现了一个降低的趋势,说明随着培养时间的延长,细胞数目增殖过多,抑制了成骨分化的效率。隔天在荧光显微镜下监测GFP-DPSC在Bio-Oss骨粉中的生长状态,发现着培养时间的延长,细胞形态发生了变化,部分逐渐变成了不规则的形状,不再是长梭形的类成纤维细胞样形态。Bio-Oss骨粉之间的孔隙并非完全规则的,并且骨粉作为一种刚性物质,干细胞需要做出改变以适应这样的结构,而且Bio-Oss骨粉没有细胞毒性,并不会影响干细胞的增殖[24]。通过扫描电镜发现,1×105、2×105两组细胞较为散在的附着在骨粉表面,4×105组细胞比较密集的附着在骨粉表面,而8×105组则看见细胞堆叠生长。通过放大电镜下观察倍数发现,细胞表面可伸出部分伪足附着于骨粉之上,形成更为紧密的连接。

    干细胞成骨分化是一个周期较长的过程,细胞逐渐爬行到骨粉更深的内部结构之中,骨粉作为一个立体的物质,荧光显微镜下可以在不同层面观察到细胞,但是这也为笔者无法全面观察细胞带了一定的影响。在实验过程中笔者发现GFP-DPSC和Bio-Oss骨粉复合物培养时间到成骨中后期,GFP的荧光强度逐渐减弱,这是由于干细胞分化过程中已经不再是干细胞,而是逐渐变为成骨细胞[25]。另一方面,细胞在诱导分化过程中仍在增殖,因此笔者尝试连续在成骨培养基中诱导21 d后用DAPI染色,在蓝色荧光下根据细胞核显色的数目大致估计培养21 d后的细胞数目。由于Bio-Oss骨粉均能被蓝色荧光和绿色荧光激发成像,而且在不同层面均能观察到细胞,这对实验结果造成了干扰。尽管结果不理想,但仍旧可以作为一个参考,4×105、8×105两组的细胞可以在镜下看到密集的蓝色的细胞核。

    通过以上实验结果,笔者认为0.05 g Bio-Oss骨粉接种4×105~8×105个细胞是一个合适的密度范围,细胞在骨粉中爬行生长需要一定的时间,而且干细胞具有强大的增殖能力,若开始时细胞接种数目过多,则会对细胞的生长和增殖造成抑制,反而影响成骨效率。根据现有的实验结果,未来还需进行免疫组化和Micro-CT精细扫描获得更精确的结果完善实验完整性。

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  • 收稿日期:  2017-12-12

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