女性宫颈癌（cervical cancer，CC）是较为常见的妇科恶性肿瘤之一，在世界范围内其发病率为第二，仅低于发病率第一的乳腺癌，在发展中国家和地区则排第一位^[1]。宫颈癌的发生及发展是在多种因素作用下进行的，其中最重要因素为长时间存在感染人乳头瘤病毒（human papilloma virys，HPV）^[2]。近年来研究发现，从正常组织到宫颈癌的变化是一个复杂过程，是多因素分阶段参与发生的，仅仅HPV感染不足以导致宫颈病变甚至宫颈癌的发生，多种其他基因功能和表达水平的改变也影响了宫颈癌的病理过程^[3-4]。微小RNA （microRNA）是一种内源性非编码小 RNA分子，主要通过与其靶 mRNA3’ UTR结构完全或不完全配对，通过细胞内复杂的调控系统，对细胞代谢、生长、分化和凋亡等生物学过程发挥调节作用，近年来研究发现，microRNA多方面参与肿瘤细胞的生物化学过程，并且主要在肿瘤中发挥癌基因或抑癌基因的功能^[5]。其中，microRNA-21 （miR-21）是较早发现、存在较广的人类 miRNA之一，在多种肿瘤中呈现高表达，如肺恶性肿瘤、肝恶性肿瘤、肝细胞胆管癌、乳腺癌、脑胶质瘤恶性肿瘤等，作为研究 miRNA在恶性肿瘤的发生及进展中作用的其中指标之一^[6]。miR-21通过参与调控多种抑癌基因的表达，如PDCD4，BCL2和CCL20等，发挥生物学效应^[7-8]。相关研究表明，miR-21通过反向调节多种肿瘤抑制相关基因的表达而在宫颈癌的发生中起到关键作用，在宫颈癌HeLa细胞株中降低miR-21表达可以使细胞的生长分化受到抑制^[9-10]。有研究发现端粒酶逆转录酶（hTERT）在宫颈癌中表达明显上调，使用 hTERT的抑制剂 AZT和 BIBR1532或者通过 RNAi干扰技术敲除 hTERT的表达可以明显抑制宫颈癌细胞系 HeLa细胞的增殖和迁移，已有研究证实，在脑胶质瘤细胞中 miR-21表达水平的下调能够引起 hTERT表达水平的下降^[11]。目前国内外暂未发现关于miR-21与hTERT的相关性及miR-21在宫颈癌中对hTERT所起的调控作用的相关报道。

本实验运用RT-PCR及West Blot法检测HeLa细胞里miR-21水平及hTERT蛋白的相对表达情况；利用脂质体包裹的技术方法进行细胞转染，使 miR-21模拟物及抑制剂存在HeLa细胞株中，并在上下调节细胞内miR-21表达水平的状态下，观察miR-21与 hTERT之间的联系，探讨miR-21是否也能靶向调节 hTERT而起调控作用，为宫颈癌的发病机制和新型治疗手段的研究提供创新性的研究思路。

1.   材料与方法

1.1   材料

长沙赢润生物技术有限公司买入人宫颈癌 HeLa细胞株，在 Invitrogen机构买入转染脂质体 liposome2000 （lipo2000），在 Hyclone机构买入 RPMI1640培养基，在Gibco机构买入 Opti-MEM培养基；由广州复能公司合成miR-21的模拟物、模拟对照、抑制剂和抑制剂对照；由MRC公司、Beyotime公司分别提供实验所需Trizol及BCA蛋白浓度测定试剂盒。

1.2   方法

1.2.1   细胞培养

用 RPMI1640培养液培养在37 ℃、5% CO₂的恒温细胞培养箱中进行细胞培养，培养液中含1000 U/mL青霉素、10%胎牛血清、0.1 g/mL链霉素。利用胰酶消化细胞，从而进行传代培养，最佳时机为80%～90% 细胞密度时。

1.2.2   细胞转染

在转染24 h之前，在6孔培养板中接种一定数目的HeLa细胞，使细胞密度稳定维持在30%～50%之间，以便达到最佳转染条件。在lipo2000 使用说明书指导下进行转染细胞。用250 μL Opti-MEM稀释100 pmol miRNA模拟实验组、模拟对照实验组、抑制剂实验组及抑制剂实验对照组，混匀后在室温条件下孵育5 min；用250 μL Opti-MEM稀释5 μL lipo2000，轻轻混匀并室温孵育5 min；将两者混合，室温孵育20 min。将最终混合液加入准备的培养孔中，轻轻混匀；将培养板放置在CO₂培养箱中进行培养（培养温度为37 ℃），24 h 后进行实验检测。

1.2.3   RT-PCR法测定miR-21、hTERT mRNA

在转染24 h后，在 Trizol试剂盒中进行数据提取，检测实验细胞RNA，测量出细胞的OD值，并将其进行电泳和逆转录。同样用 RT-PCR检测法检测脂质体组、模拟物组、模拟对照组、抑制剂组和抑制剂对照组中hTERT mRNA的表达。

1.2.4   测量各组实验细胞内 hTERT蛋白的相关表达

用 West Blot检测法进行细胞内蛋白含量的检测，采用BCA蛋白定量试剂盒将细胞中的蛋白含量进行检测，并进行电泳，膜转移，抗体温育和一抗的显影，孵育60 min后，用TBST洗至无脱脂奶粉状态。同时，将通用二抗在常温下温育60 min，孵育完成后，TBST 洗3 次，每次持续时间为5 min，即可进行显影。3 min后，准备保鲜薄膜，将完成的PVDF膜晾干后放置其上，滴加混匀的化学发光底物（取底物A和B分别500 µL混匀为1 mL液体，避光保存）。2 min后，把制作完成的PVDF膜覆盖好轻放于避光箱里，并固定。在观察到荧光效果后可停止压片，待片子在显影液中显出条带后，在蒸馏水中洗片，再次重复显影及冲洗过程一次，晾干片子，并将片子进行标记。测量得出细胞内 hTERT蛋白的相关表达。

1.3   统计学处理

利用SPSS 24.0 软件来完成对实验数据的分析，hTERT mRNA及蛋白在各组中的表达情况用（$\bar{x}\pm s$）表示，单因素多组比较采用单因素方差分析，两组间的比较采用两独立样本t检验，P < 0.05 为差异有统计学意义。

2.   结果

2.1   miR-21及hTERTmRNA 在HeLa中的表达情况

miR-21及hTERTmRNA 在HeLa 细胞株中表达呈阳性，见图1。

图  1  miR-21及hTERTmRNA在HeLa细胞株中的表达（×100）

A：模拟物组；B：模拟物对照组；C：抑制剂组；D：抑制剂对照组；E：脂质体组

Figure  1.  Expression of miR-21 and hTERTmRNA in HeLa cell line （×100）

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2.2   检测hTERT mRNA 在各组别细胞中表达

转染后，对hTERT mRNA 在模拟物组、模拟物对照组、反义miR-21组别（抑制剂组）、阴性对照组（抑制剂对照组）及脂质体组中的 mRNA含量相对表达测定的结果进行各组间比较，发现模拟物组中的hTERT mRNA相对含量最低，反义miR-21组即抑制剂组hTERT mRNA 相对表达水平最高，明显高于hTERT mRNA 在阴性对照组及脂质体组的表达水平，差异有统计学意义（P < 0.05），见表1、图2。

表  1  hTERT mRNA 在各组别细胞中的表达情况（$\bar{x}\pm s$）

Table  1.  Expression of hTERT mRNA in different groups of cells （$\bar{x}\pm s$）

组别	hTERT mRNA	t	P
模拟物组	0.51 ± 0.33	4.478	0.011
模拟物对照组	0.69 ± 0.19
抑制剂组	1.33 ± 0.39	5.387	0.005
抑制剂对照组	0.83 ± 0.26
脂质体组	0.58 ± 0.16
注：单因素多组间比较（F = 5.403，P = 0.002）。

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图  2  hTERT mRNA 在各组别细胞中的表达情况

Figure  2.  Expression of hTERT mRNA in different groups of cells

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2.3   检测hTERT蛋白在各组别细胞中的含量

hTERT蛋白在模拟物组、模拟物对照组、反义miR-21组（抑制剂组）、阴性对照组（抑制剂对照组）及脂质体组中的蛋白相对表达量分别为（0.41±0.18）、（0.62±0.18）、（1.45±0.60）、（0.83±0.15） 和（0.82±0.30）；将数据进行各组间比较，与其他四组相比，模拟物组中hTERT 蛋白的相对含量最低，表达显著下降，反义miR-21组即抑制剂组hTERT蛋白相对含量最高，明显高于hTERT蛋白在阴性对照组及脂质体组的表达水平，差异有统计学意义（P < 0.05），见表2、图3。

表  2  hTERT 蛋白在各组别细胞中的表达情况（$\bar{x}\pm s$）（1）

Table  2.  hTERT protein expression in each group of cells （$\bar{x}\pm s$）（1）

组别	实验结果	t	P
模拟物组	0.41 ± 0.18	5.072	0.0071
模拟物对照组	0.62 ± 0.18
抑制剂组	1.45 ± 0.60	5.85	0.0043
抑制剂对照组	0.83 ± 0.15
脂质体组	0.82 ± 0.30

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表  2  hTERT 蛋白在各组别细胞中的表达情况（$\bar{x}\pm s$）（2）

Table  2.  hTERT protein expression in each group of cells （$\bar{x}\pm s$）（2）

组别	hTERT蛋白	t	P
模拟物组	0.41 ± 0.18	5.072	0.007
模拟物对照组	0.62 ± 0.18
抑制剂组	1.45 ± 0.60	5.85	0.004
抑制剂对照组	0.83 ± 0.15
脂质体组	0.82 ± 0.30

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图  3  hTERT 蛋白在各组别细胞中的表达情况

Figure  3.  hTERT protein expression in each group of cells

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3.   讨论

宫颈癌是一种生殖系统的恶性肿瘤，因其高死亡率，极大地威胁着广大女性同胞的健康安全^[12]。研究表明宫颈癌的发生与HPV的长时间感染直接相关，但并非唯一相关，而存在多方面因素多种条件的影响。近年来研究发现，miRNA非常规表达对宫颈病变产生影响，可致使宫颈癌的产生及影响宫颈癌的预后，例如 miR-21、miR-34a 等^[13-14]。

miRNAs是一种小分子RNA，这种RNA是由内源性非蛋白质编码，它是由一段类似发卡环结构且长度为70～80 nt的单链RNA前体构成^[15]。国内外相关研究发现，miR-21在肿瘤细胞中发生作用，参与细胞的生长、侵袭等生理生物学过程，从而导致肿瘤的发生及进展^[16-17]。miR-21相关的靶基因包括程序性细胞死亡因子4（PDCD4）、PTEN、TPM1、STAT3 等^[18-19]。苏俊玲等^[20]的实验中，发现pre-miR-21对宫颈癌HeLa 细胞的增殖和生长有明显促进作用，而anti-miR-21则对宫颈癌HeLa 细胞的增长存在明显反向抑制作用。Xu L等^[21]发现miR-21 通过抑制PTEN 的作用，致使宫颈癌HeLa 细胞的增长及生殖得到加快。miRNA与所调控基因并非单一的，一种miRNA可以对数个基因的表达进行调节，而同一基因调控也是由不同miRNA所完成。在本研究中，宫颈癌细胞株HeLa中检测出miR-21呈高表达状态，而Yao等^[22]的实验也得出相同的结论。

端粒酶（Telomerase）是在细胞中能使端粒延长的一种端粒延长酶，是常见的一种的核蛋白逆转录酶。端粒酶主要有三个构成部分，即端粒酶RNA组分（hTERC）、假尿嘧啶合成酶和端粒酶逆转录酶（hTERT）^[23]。在端粒酶中，hTERT是一个催化亚活性结构单位，是端粒酶的核心构成组分之一，hTERT 的表达水平直接影响端粒酶的活性，两者是正向平行相关的。限定hTERT 转录水平，端粒酶的活性将同时受到限定，因此认为hTERT在转录水平的活化致使端粒酶激活对肿瘤细胞内的生物化学效应产生影响，是肿瘤发生及进展的重要环节^[24]。李春林等^[25]的研究发现hTERT在宫颈癌细胞和80%以上宫颈癌组织中均有较高表达，在正常宫颈组织和细胞中为阴性，差异显著。本研究利用脂质体 liposome2000包裹宫颈癌细胞株 HeLa并予以转染，发现在模拟物组中hTERT mRNA 及hTERT 蛋白的相对含量最低，表达显著下降，反义miR-21即抑制剂组hTERT mRNA 及hTERT蛋白相对含量最高，明显高于阴性对照组、脂质体组的相对表达水平（P < 0.05），得出miR-21模拟物及miR-21抑制剂，分别促进和抑制宫颈癌细胞株HeLa内miR-21的表达水平，同时将细胞内miR-21表达水平进行上下调节，发现miR-21对hTERT目标基因有反向控制的作用，即miR- 21可通过下调hTERT mRNA和hTERT蛋白表达水平调控靶基因在翻译过程中的作用，从而产生负性调控的作用。Bachand 等^[26] 研究证明，端粒酶 hTR 内有hTERT两个独立的结合位点，hTR 与 hTERT相互作用，二者均是端粒酶活性调节必不可少的因素。当我们以端粒酶模板区 RNA 反义核酸和端粒酶逆转录酶区反义核酸同时封闭 hTR和 hTERT，推测端粒酶模板区活性及逆转录酶区活性同时得以抑制，既能激活 RnaseH，降解 mRNA，又能减弱逆转录调控，表现为反义 hTR和反义 hTERT 对宫颈癌 HeLa细胞端粒酶活性下降的协同效应。

综上所述，可以发现miR-21与宫颈癌HeLa的生长及凋亡紧密关联。miR- 21可以调节hTERT mRNA 和hTERT蛋白表达水平，对hTERT靶基因有负向调节的作用，miR-21 调控hTERT 低表达使宫颈癌HeLa细胞生长受到抑制，影响肿瘤细胞的生长及肿瘤血管的生成，这一发现可指导宫颈癌基因治疗的研究。但是miR-21是否调控其他靶基因参与宫颈癌的发生发展及miR-21调控hTERT的具体机制需要更深入的实验与研究。