Artemisinin Mediates the Aerobic Glycolysis of Clear Cell Renal Cell Carcinomas via Regulating ENO2
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摘要:
目的 探讨青蒿素（Artemisinin）调控ENO2对肾透明细胞癌（clear cell renal cell carcinomas，ccRCC）细胞增殖和有氧糖酵解的作用及具体调控机制。 方法 分别将ccRCC细胞系OSRC2和ACHN暴露于0、10、20、30、40 μmol/L青蒿素中，OSRC2和ACHN细胞经25 μmol/L青蒿素处理或同时转染si-ENO2，CCK-8检测细胞活力，葡萄糖测试盒和乳酸测试盒检测葡萄糖消耗和乳酸生成量，Western blot检测HK2、LDHA和ENO2的表达，RT-qPCR检测ENO2 mRNA相对表达。 结果 OSRC2和ACHN细胞存活率随青蒿素浓度和暴露时间的增加而降低，OSRC2细胞的IC50值为25.47 μmol/L，ACHN细胞的IC50值为26.31 μmol/L。ENO2在OSRC2和ACHN细胞中表达升高（P < 0.01），青蒿素可下调ENO2在癌细胞中的表达（P < 0.05）。暴露于25 μmol/L青蒿素或敲降ENO2可抑制OSRC2和ACHN细胞的存活（P < 0.001）、葡萄糖消耗（P < 0.05）、乳酸生成（均P < 0.05）以及HK2和LDHA的蛋白表达（P < 0.05）。同时敲降ENO2且暴露于25 μmol/L青蒿素组中OSRC2和ACHN细胞的存活率（P < 0.001）、葡萄糖消耗（P < 0.05）、乳酸生成（P < 0.05）以及HK2和LDHA的表达（均P < 0.05）低于仅敲降ENO2组。 结论 青蒿素可抑制ccRCC细胞的存活率和有氧糖酵解，并通过下调ENO2在ccRCC中的表达而发挥作用。 Abstract:Objective To investigate Artemisinin-affected cell proliferation and aerobic glycolysis on clear cell renal carcinomas（ccRCC） through regulating ENO2 and clarify the mechanism. Methods ccRCC cell lines OSRC2 and ACHN were exposed to 0, 10, 20, 30, and 40 μmol/L Artemisinin, OSRC2 and ACHN cells treated with 25 μmol/L Artemisinin or transfected with si-ENO2 at the same time. CCK-8 assay detected cell proliferation, glucose consumption, and lactate production were detected by glucose test kit and lactate test kit. The expressions of HK2, LDHA, and ENO2 were detected by Western blot, and ENO2 mRNA expression was detected by RT-qPCR. Results The survival rate of OSRC2 and ACHN cells were decreased with the increase of Artemisinin concentration and treatment time, the IC50 of OSRC2 cells was 25.47 μmol/L, and the IC50 of ACHN was 26.31 μmol/L. ENO2 was upregulated in OSRC2 and ACHN cells（P < 0.01）, and Artemisinin diminished ENO2 expression in cancer cells（all P < 0.05）. Exposure to Artemisinin（25 μmol/L） or knocking down ENO2 significantly inhibited the survival of OSRC2 and ACHN cells（all P < 0.001）, glucose consumption（P < 0.05）, lactate production（all P < 0.05） and protein expression of HK2 and LDHA（all P < 0.05）. Compared with si-ENO2 group, the survival rate（P < 0.001）, glucose consumption（P < 0.05）, lactate production（all P < 0.05） and the expression of HK2 and LDHA（all P < 0.05） of OSRC2 and ACHN cells in knocking down ENO2 and treated with 25 μmol/L Artemisinin group were decreased. Conclusion Artemisinin can inhibit the survival rate and aerobic glycolysis of ccRCC cells, and plays a role by downregulating the expression of ENO2 in ccRCC. -
Key words:
- Clear cells renal cell carcinomas /
- Aerobic glycolysis /
- Artemisinin /
- ENO2 /
- Survival rate
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肾细胞癌是泌尿系统常见的原发性恶性肿瘤之一，占成人恶性肿瘤的2%～3%[1]。肾透明细胞癌（clear cell renal cell carcinoma，ccRCC）是肾细胞癌的主要亚型，每年约有9万例患者死于ccRCC[2]。大多数患者在早期被确诊，但约30%的患者在初始诊断时即出现转移，晚期患者的5 a生存率仅为32%。近来，诊疗技术的发展在延长了患者对的生存期，但肿瘤转移和化疗耐药仍是ccRCC患者预后的主要限制因素。因此，探索新的治疗靶点和策略以抑制肿瘤的发展进程是ccRCC治疗迫切需要解决的问题。
Warburg效应是指在氧气充足的条件下，肿瘤细胞通过有氧糖酵解和减少线粒体氧化磷酸化来促进营养摄取和吸收，进而快速生长和增殖。有氧糖酵解是癌症发展的核心因素之一，其可满足癌细胞的能量需求，用于癌症生物质合成的糖酵解中间体，并营造微酸性环境[3]。因此。确定调节有氧糖酵解的调控机制至关重要。
青蒿素（Artemisinin）是一种含过氧基团的倍半萜内脂，主要来源于青蒿，是治疗恶性疟疾的一线药物。随着深入研究发现，青蒿素除了具有抗疟疾作用外，还具有抗肿瘤、抗炎等生物学作用[4]。然而，目前关于青蒿素对ccRCC糖酵解的作用机制尚不清楚。烯醇化酶2（Enolase 2，ENO2）是烯醇化酶家族的重要成员，其催化磷酸烯醇式丙酮酸的合成以介导糖酵解和糖异生[5]。Chen等[6]报道，ENO2在ccRCC中表达升高。目前，关于ENO2在ccRCC中的作用机制尚不清楚。因此，本研究将探讨青蒿素调控ENO2对ccRCC糖酵解的作用。
1. 材料与方法
1.1 主要试剂与材料
人肾皮质近曲小管上皮细胞HK2和ccRCC细胞系OSRC2和ACHN购自武汉普诺赛。si-NC和si-ENO2#1、si-ENO2#2、si-ENO2#3由上海Genepharma合成。CCK-8试剂盒购自上海碧云天。葡萄糖测试盒和乳酸测试盒购自南京建成生物工程研究所。逆转录试剂盒购自日本Takara。一抗、二抗和ECL化学发光液购自北京博奥森。
1.2 细胞培养
HK2和ACHN细胞分别在MEM培养基内培养，培养基内含NEAA，10%胎牛血清和1%双抗。OSRC2细胞在DMEM培养基内培养，培养基内补充有10%胎牛血清和1%双抗，细胞培养基置于恒温细胞培养箱内培养，温度为37 ℃，含5% CO2。
1.3 细胞转染
根据试剂盒说明书，利用Lipofectamine 3000分别将si-NC和si-ENO2#1、si-ENO2#2、si-ENO2#3转染至OSRC2和ACHN细胞系中。在培养基内培养48 h，收集细胞检测转染效果。
1.4 CCK-8检测细胞存活率
CCK-8试剂盒用于评估细胞存活率。OSRC2和ACHN细胞分别接种至96孔板中，密度为6×103/孔，并将细胞暴露在0、10、20、30、40 μmol/L青蒿素环境中或转染si-NC和si-ENO2。细胞置于培养箱内培养，在对应时间点加入20 μL CCK-8溶液与细胞共同孵育2 h。酶标仪检测450 nm处的光密度值。
1.5 试剂盒检测葡萄糖消耗和乳酸生成
葡萄糖测试盒和乳酸测试盒用于测定细胞的葡萄糖消耗和乳酸生成量。将各组细胞接种至96孔板中37 ℃孵育过夜。收集细胞，充分裂解后分别用于葡萄糖消耗和乳酸生成检测。
1.6 总RNA提取和RT-qPCR实验
使用TRIzol试剂提取细胞中的总RNA，逆转录试剂盒将RNA逆转录为cDNA。以GAPDH作为内参，cDNA为模板，使用SYBR Green PCR试剂盒进行RT-qPCR反应，反应条件为：95 ℃ 5 min，95 ℃ 10 s、60 ℃ 50 s进行45个循环。2-ΔΔCt法用于计算目的基因的相对表达水平。
1.7 Western blot
细胞用RIPA试剂裂解，10% SDS-PAGE凝胶电泳分离蛋白质。然后转移至PVDF膜上。在室温中用5%脱脂牛奶封闭1 h，随后与稀释后的一抗（HK2：1∶500，LDHA：1∶500，GAPDH：1∶5000，ENO2：1∶1000）4 ℃过夜孵育。次日，漂洗PVDF膜并与稀释后的二抗在室温中孵育2 h。TBST漂洗，滴加ECL化学发光液至膜上，凝胶成像仪显影。上述实验均进行3次重复。Image J软件进行定量分析。
1.8 统计学处理
GraphPad Prism 8.0软件用于分析数据和图片绘制，数据表示为平均数±标准差（
$\bar x \,\, \pm$ SD）。2组间数据比较采用学生t检验，多组间数据比较采用单因素方差分析，进一步的两两比较采用Tukey’ s检验。P < 0.05为差异有统计学意义。2. 结果
2.1 青蒿素抑制ccRCC细胞存活和糖酵解
CCK-8检测细胞存活率，见图1A和图1B。随着青蒿素浓度的增加，细胞存活率降低，OSRC2细胞的IC50为25.47 μmol/L，ACHN细胞的IC50为26.31 μmol/L，后续选择25 μmol/L青蒿素处理细胞。随后，探索25 μmol/L青蒿素处理细胞不同时间对OSRC2和ACHN细胞存活率的影响，见图1C和图1D。青蒿素处理时间增加细胞存活率降低，且呈时间依赖性。试剂盒分别检测癌细胞的葡萄糖消耗和乳酸生成水平，见图1E、图1F，结果发现25 μmol/L青蒿素处理后细胞的葡萄糖消耗（P < 0.01）和乳酸生成量（均P < 0.05）低于NC组。Western blot结果表明，青蒿素处理组中HK2和LDHA表达低于NC组，且差异有统计学意义（P < 0.01），见图1G-I。综上表明，青蒿素可抑制OSRC2和ACHN细胞存活率和糖酵解。
图 1 青蒿素抑制ccRCC细胞存活率和糖酵解A～B：CCK-8检测不同浓度青蒿素处理时OSRC2和ACHN细胞的存活率；C～D：CCK-8检测25 μmol/L青蒿素处理不同时间对OSRC2和ACHN细胞存活率的作用；E：试剂盒检测葡萄糖消耗量；F：试剂盒检测乳酸生成；G～I：Western blot检测HK2和LDHA的生成。*P < 0.05，**P < 0.01。Figure 1. Artemisinin repressed the survival rate and glycolysis of ccRCC cells2.2 青蒿素下调ENO2在癌细胞中的表达
ENO2被报道通过激活和增强糖酵解促进肿瘤细胞的生长[7]。然而，目前关于ENO2对ccRCC细胞糖酵解的作用尚不清楚。RT-qPCR和Western blot检测表明，OSRC2和ACHN细胞中ENO2 mRNA（图2A）和蛋白（图2B和图2C）水平高于HK2细胞（P < 0.01）。经青蒿素处理的OSRC2和ACHN细胞中，ENO2 mRNA（图2D，P < 0.05）和蛋白（图2E和图2F，P < 0.001）水平明显低于NC组。综上表明，青蒿素下调ENO2在OSRC2和ACHN细胞中的表达。
图 2 青蒿素下调ENO2在癌细胞中的表达A：RT-qPCR检测ENO2 mRNA相对表达；B～C：Western blot检测ENO2蛋白相对表达；D：RT-qPCR检测青蒿素对ENO2 mRNA相对表达的作用；E～F：Western blot检测青蒿素对ENO2蛋白相对表达的作用。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。Figure 2. Artemisinin inhibited the expression of ENO2 in ccRCC cells2.3 青蒿素通过下调ENO2抑制OSRC2和ACHN的存活率和糖酵解
随后，探讨青蒿素通过调控ENO2的表达对ccRCC细胞活力和糖酵解的作用。将si-NC和si-ENO2分别转染至OSRC2和ACHN细胞，转染si-ENO2#2和si-ENO2#3可降低ENO2在癌细胞中的表达（P < 0.001），见图3A～3B。转染si-ENO2同时经青蒿素处理组中ENO2的表达低于仅转染si-ENO2组（P < 0.05），见图3C～3D。CCK-8和试剂盒检测表明，敲降ENO2可降低OSRC2和ACHN细胞存活率（图3E，P < 0.01）以及葡萄糖消耗量（图4A，P < 0.05）和乳酸产生（图4B，P < 0.05）。同时经青蒿素处理且敲降ENO2组中细胞的存活率低于仅敲降ENO2组（P < 0.001），葡萄糖消耗（P < 0.05）和乳酸生成（均P < 0.05）较敲降ENO2组减少。Western blot结果发现，敲降ENO2明显降低HK2和LDHA在OSRC2和ACHN细胞中的表达（P < 0.05），见图4C～4E，经青蒿素处理进一步下调细胞中HK2和LDHA的表达（均P < 0.05）。综上表明，青蒿素通过下调ENO2在OSRC2和ACHN细胞中的表达，降低癌细胞的活力和糖酵解。
图 3 青蒿素通过下调ENO2抑制癌细胞活力A～B：Western blot检测si-ENO2转染效率；C～D：Western blot检测ENO2蛋白相对表达；E：CCK-8检测细胞存活率。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。Figure 3. Artemisinin repressed cancer cell viability by downregulating ENO2 expression
图 4 青蒿素通过下调ENO2抑制癌细胞糖酵解A：试剂盒检测葡萄糖消耗量；B：试剂盒检测乳酸生成量；C～E：Western blot检测HK2和LDHA蛋白相对表达。*P < 0.05，**P < 0.01。Figure 4. Artemisinin repressed cancer cell glycolysis by downregulating ENO2 expression3. 讨论
ccRCC具有较高的发病率和死亡率，是最致命的泌尿系统恶性肿瘤之一。然而，即使患者即使接受了手术切除和放疗，仍有30%的患者发展为转移期[8]。了解ccRCC的病理机制和探索新的治疗策略十分重要。本研究发现，青蒿素可通过调控ENO2抑制OSRC2和ACHN细胞的存活率并抑制癌细胞的糖酵解过程，表明青蒿素具有良好的抗癌功能。
青蒿素的抗肿瘤作用是近来研究的热点，不仅可以单独作用于肿瘤细胞，还可与其他药物联合使用。在食管癌细胞中，青蒿素通过靶向抑制HIF-1α抑制癌细胞的增殖、转移和糖酵解，抑制食管癌的发展[9]。青蒿素通过抑制PI3K/AKT/mTOR信号通路的激活，进而诱导葡萄膜黑色素瘤细胞线粒体膜电位丧失，抑制癌细胞的迁移和侵袭[10]。青蒿素衍生物双氢青蒿素激活抗存活未折叠蛋白反应并上调CHAC1的表达，诱导原代肝细胞的铁死亡[11]。双氢青蒿素可提高ROS水平和损害血红素代谢，降低EGFR突变型非小细胞肺癌对奥希替尼的耐药性[12]。笔者的研究发现，青蒿素可降低ccRCC细胞系的存活率并抑制细胞的糖酵解，抑制ccRCC的进程。此外，Yu等[13]报道青蒿素和AKT抑制剂的联合使用可增强对ccRCC细胞增殖、侵袭和迁移的抑制作用。
糖酵解是肿瘤细胞发育过程中常见的代谢途径，增殖细胞中的糖酵解活性增加，抑制糖酵解可抑制癌细胞的发展进程。敲降circME1通过下调ME1的表达，抑制ccRCC的有氧糖酵解[14]。PGK1通过激活CXCR4/ERK信号通路并加速糖酵解，促进ccRCC的肿瘤发生和索拉非尼耐药性[15]。PFKFB3敲降抑制肾细胞癌细胞的糖酵解、增殖率和细胞周期G1/S期转化[16]。Trim21通过泛素化介导的HIF-1α降解抑制肾细胞癌细胞的糖酵解，并抑制肾细胞癌细胞体外和体内的增殖、肿瘤发生和转移[17]。笔者的研究发现，青蒿素或敲降ENO2可抑制OSRC2和ACHN细胞的活力及糖酵解过程。
ENO2是糖酵解中的一种限速酶，促进2-磷酸甘油酸酯转化为磷酸烯醇丙酮酸。同时，研究发现，ENO2也是包括头颈鳞状细胞癌[18]、肺癌[19]、乳腺癌[20]等肿瘤的成熟生物标志物，促进肿瘤的发生与发展。例如：ENO2过表达促进乳腺癌细胞的增殖和迁移[7]；敲降ENO2可促进结直肠癌细胞的增殖、迁移、侵袭和糖酵解[21]；上调ENO2的表达促进鼻咽癌细胞的放疗抵抗[22]；ENO2可促进急性淋巴细胞白血病细胞的增殖、糖酵解和糖皮质激素抵抗[23]。Pan等[24]报道，ENO2高水平的患者在肿瘤微环境中可能有较高的M2巨噬细胞和较低的
${{\gamma \beta\rm{ T}}}$ 细胞，可能与ccRCC患者预后较差有关。ENO2可促进ccRCC细胞的增殖、侵袭和迁移[6]。笔者的研究发现，ENO2在ccRCC细胞系OSRC2和ACHN细胞中表达升高，青蒿素可下调ENO2在癌细胞中的表达，敲降ENO2降低OSRC2和ACHN细胞活力和糖酵解。综上所述，研究发现，青蒿素通过下调ENO2在OSRC2和ACHN细胞中的表达，降低癌细胞的存活率并抑制糖酵解过程，进而抑制ccRCC的发展。
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图 1 青蒿素抑制ccRCC细胞存活率和糖酵解
A～B：CCK-8检测不同浓度青蒿素处理时OSRC2和ACHN细胞的存活率；C～D：CCK-8检测25 μmol/L青蒿素处理不同时间对OSRC2和ACHN细胞存活率的作用；E：试剂盒检测葡萄糖消耗量；F：试剂盒检测乳酸生成；G～I：Western blot检测HK2和LDHA的生成。*P < 0.05，**P < 0.01。
Figure 1. Artemisinin repressed the survival rate and glycolysis of ccRCC cells
图 2 青蒿素下调ENO2在癌细胞中的表达
A：RT-qPCR检测ENO2 mRNA相对表达；B～C：Western blot检测ENO2蛋白相对表达；D：RT-qPCR检测青蒿素对ENO2 mRNA相对表达的作用；E～F：Western blot检测青蒿素对ENO2蛋白相对表达的作用。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。
Figure 2. Artemisinin inhibited the expression of ENO2 in ccRCC cells
图 3 青蒿素通过下调ENO2抑制癌细胞活力
A～B：Western blot检测si-ENO2转染效率；C～D：Western blot检测ENO2蛋白相对表达；E：CCK-8检测细胞存活率。*P < 0.05，**P < 0.01，***P < 0.001。
Figure 3. Artemisinin repressed cancer cell viability by downregulating ENO2 expression
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[1] Znaor A,Lortet-Tieulent J,Laversanne M,et al. International variations and trends in renal cell carcinoma incidence and mortality[J]. Eur Urol,2015,67(3):519-530. doi: 10.1016/j.eururo.2014.10.002 [2] Baldewijns M M,Van Vlodrop I J,Schouten L J,et al. Genetics and epigenetics of renal cell cancer[J]. Biochim Biophys Acta,2008,1785(2):133-155. [3] Vaupel P,Schmidberger H,Mayer A. The Warburg effect: Essential part of metabolic reprogramming and central contributor to cancer progression[J]. Int J Radiat Biol,2019,95(7):912-919. doi: 10.1080/09553002.2019.1589653 [4] Nocera G,Jacob C. Mechanisms of Schwann cell plasticity involved in peripheral nerve repair after injury[J]. Cell Mol Life Sci,2020,77(20):3977-3989. doi: 10.1007/s00018-020-03516-9 [5] Reed G H,Poyner R R,Larsen T M,et al. Structural and mechanistic studies of enolase[J]. Curr Opin Struct Biol,1996,6(6):736-743. doi: 10.1016/S0959-440X(96)80002-9 [6] Chen W J,Yang W,Gong M,et al. ENO2 affects the EMT process of renal cell carcinoma and participates in the regulation of the immune microenvironment[J]. Oncol Rep,2023,49(2):33. [7] Tang C,Wang M,Dai Y,et al. Krüppel-like factor 12 suppresses bladder cancer growth through transcriptionally inhibition of enolase 2[J]. Gene,2021,769:145338. [8] Fang L,Ye T,An Y. Circular RNA FOXP1 induced by ZNF263 upregulates U2AF2 expression to accelerate renal cell carcinoma tumorigenesis and warburg effect through sponging miR-423-5p[J]. J Immunol Res,2021,2021:8050993. [9] Wang M,Chen H,He X,et al. Artemisinin inhibits the development of esophageal cancer by targeting HIF-1α to reduce glycolysis levels[J]. J Gastrointest Oncol,2022,13(5):2144-2153. doi: 10.21037/jgo-22-877 [10] Farhan M,Silva M,Xingan X,et al. Artemisinin inhibits the migration and invasion in uveal melanoma via inhibition of the PI3K/AKT/mTOR signaling pathway[J]. Oxid Med Cell Longev,2021,2021:9911537. [11] Wang Z,Li M,Liu Y,et al. Dihydroartemisinin triggers ferroptosis in primary liver cancer cells by promoting and unfolded protein response-induced upregulation of CHAC1 expression[J]. Oncol Rep,2021,46(5):240. doi: 10.3892/or.2021.8191 [12] Cai X,Miao J,Sun R,et al. Dihydroartemisinin overcomes the resistance to osimertinib in EGFR-mutant non-small-cell lung cancer[J]. Pharmacol Res,2021,170:105701. [13] Yu C,Sun P,Zhou Y,et al. Inhibition of AKT enhances the anti-cancer effects of Artemisinin in clear cell renal cell carcinoma[J]. Biomed Pharmacother,2019,118:109383. [14] Zhang M X,Wang J L,Mo C Q,et al. CircME1 promotes aerobic glycolysis and sunitinib resistance of clear cell renal cell carcinoma through cis-regulation of ME1[J]. Oncogene,2022,41(33):3979-3990. doi: 10.1038/s41388-022-02386-8 [15] He Y,Wang X,Lu W,et al. PGK1 contributes to tumorigenesis and sorafenib resistance of renal clear cell carcinoma via activating CXCR4/ERK signaling pathway and accelerating glycolysis[J]. Cell Death Dis,2022,13(2):118. doi: 10.1038/s41419-022-04576-4 [16] Li J,Zhang S,Liao D,et al. Overexpression of PFKFB3 promotes cell glycolysis and proliferation in renal cell carcinoma[J]. BMC Cancer,2022,22(1):83. doi: 10.1186/s12885-022-09183-2 [17] Chen X,Li Z,Yong H,et al. Trim21-mediated HIF-1α degradation attenuates aerobic glycolysis to inhibit renal cancer tumorigenesis and metastasis[J]. Cancer Lett,2021,508:115-126. doi: 10.1016/j.canlet.2021.03.023 [18] Gao L,Yang F,Tang D,et al. Mediation of PKM2-dependent glycolytic and non-glycolytic pathways by ENO2 in head and neck cancer development[J]. J Exp Clin Cancer Res,2023,42(1):1. doi: 10.1186/s13046-022-02574-0 [19] Liu D,Mao Y,Chen C,et al. Expression patterns and clinical significances of ENO2 in lung cancer: an analysis based on Oncomine database[J]. Ann Transl Med,2020,8(10):639. doi: 10.21037/atm-20-3354 [20] Soh M A,Garrett S H,Somji S,et al. Arsenic,cadmium and neuron specific enolase (ENO2,γ-enolase) expression in breast cancer[J]. Cancer Cell Int,2011,11(1):41. doi: 10.1186/1475-2867-11-41 [21] Huang J,Yang M,Liu Z,et al. PPFIA4 promotes colon cancer cell proliferation and migration by enhancing tumor glycolysis[J]. Front Oncol,2021,11:653200. [22] Peng J,Liu F,Zheng H,et al. IncRNA ZFAS1 contributes to the radioresistance of nasopharyngeal carcinoma cells by sponging hsa-miR-7-5p to upregulate ENO2[J]. Cell Cycle,2021,20(1):126-141. doi: 10.1080/15384101.2020.1864128 [23] Liu C C,Wang H,Wang W D,et al. ENO2 promotes cell proliferation,glycolysis,and glucocorticoid-resistance in acute lymphoblastic leukemia[J]. Cell Physiol Biochem,2018,46(4):1525-1535. doi: 10.1159/000489196 [24] Pan J,Jin Y,Xu X,et al. Integrated analysis of the role of enolase 2 in clear cell renal cell carcinoma[J]. Dis Markers,2022,2022:6539203. -
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