CD147 Mediates Cervical Cancer Cell Pyroptosis and Proliferation through AIM2 Inflammasome
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摘要:
目的 探讨跨膜蛋白CD147表达量变化对AIM2炎症小体介导的宫颈癌细胞焦亡及增殖的影响。 方法 采用Western blot 实验检测 CD147 在宫颈癌细胞 SiHa（HPV+）、C33a（HPV-） 和正常宫颈上皮细胞 H8（HPV+） 、HCer Epic（HPV-）中的表达水平；通过慢病毒转染 SiHa细胞下调CD147的表达，根据不同处理分为SiHa组、阴性对照组（shCD147-NON）、敲低组1（shCD147-1）和敲低组2（shCD147-2），通过Western blot、RT-qPCR和观察细胞绿色荧光表达验证转染效果；通过Western blot 和 RT-qPCR 检测CD147和AIM2炎症小体相关因子 AIM2、Caspase-1、IL-18、GSDMD蛋白和 mRNA 的表达；检测细胞培养上清中乳酸脱氢酶（LDH） 释放度，荧光倒置显微镜下观察细胞的形态；CCK-8 实验检测细胞的增殖能力；细胞克隆实验检测细胞集落形成能力。 结果 Western blot 结果显示，与 HCerEpic细胞比较，SiHa 细胞中 CD147 蛋白表达最高（P < 0.05） ； CD147低表达慢病毒有效下调了SiHa细胞 CD147表达水平（P < 0.05）；Western blot 及 RT-qPCR实验结果表明，与SiHa组相比， shCD147-1 组和 shCD147-2 组AIM2、Caspase-1、IL-18、GSDMD蛋白和 mRNA 表达明显升高（P < 0.05）；乳酸脱氢酶（LDH）释放实验显示，与SiHa组相比，shCD147组LDH释放度明显升高（P < 0.05）；荧光倒置显微镜下显示，shCD147组出现肿胀和空泡化，表现出典型的细胞焦亡现象；与SiHa组相比，shCD147-1组和shCD147-2组细胞增殖能力和集落形成能力明显降低（P < 0.05）。 结论 CD147低表达有效上调宫颈癌 SiHa 细胞AIM2炎症相关因子的表达，诱发细胞焦亡，抑制细胞的增殖和克隆。 Abstract:Objective To investigate the effect of transmembrane protein CD147 expression on AIM2 inflammasome-mediated pyroptosis and proliferation of cervical cancer cells. Methods Western Blot was used to detect the expression of CD147 in cervical cancer cell lines SiHa（HPV+） and C33a（HPV-） and normal cervical epithelial cells H8（HPV+） and HCer Epic（HPV-）. SiHa cells were transfected with lentivirus to down-regulate the expression of CD147. According to the different treatments, SiHa cells were divided into SiHa group, negative control group（shCD147-NON）, knockdown group 1（shCD147-1） and knockdown group 2（shCD147-2）. The transfection effect was verified by Western Blot, RT-qPCR and green fluorescence expression. The protein and mRNA expressions of AIM2, Caspase-1, IL-18 and GSDMD were detected by Western Blot and RT-qPCR. The lactate dehydrogenase（LDH） release was measured in the cell culture supernatant, and the cell morphology was observed under the fluorescence inverted microscope; the proliferation ability of cells was measured by CCK-8 and the colony formation ability was measured by cell cloning experiments. Results Western Blot results showed that CD147 protein expression in SiHa cells was the highest compared with that in HCerEpic cells. CD147 low expression lentivirus effectively down-regulated the expression of CD147 in SiHa cells. The results of Western Blot and RT-qPCR experiments showed that the expression of AIM 2, Caspase-1, IL-18, GSDMD protein and mRNA increased in shCD147-1 and shCD147-2 group（P < 0.05）. Lactate dehydrogenase（LDH） release assay showed that compared with the SiHa group, the shCD147 group had a significant increase in LDH release（P < 0.05）. Fluorescence inverted microscope showed that the shCD147 group had swelling and vacuolization, showing typical pyroptosis. Compared with the SiHa group, the shCD147-1 and shCD147-2 groups had significantly reduced the cell proliferation and colony formation ability（P < 0.05）. Conclusion Low expression of CD147 effectively up-regulates the expression of AIM2 inflammation-related factors in cervical cancer SiHa cells, induces the pyroptosis, and inhibits the cell proliferation and cloning. -
Key words:
- Cervical cancer /
- CD147 /
- AIM2inflammasome /
- Pyroptosis /
- Proliferation
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过量饮酒会促进酒精性肝病（alcoholic liver disease，ALD），如脂肪变性、脂肪性肝炎、纤维化到肝硬化，最终导致肝细胞癌，这是所有慢性肝病的主要死亡原因 [1-2]。在ALD的发展进程中，肝星状细胞（hepatic stellate cells，HSCs）扮演者重要的角色。HSCs是慢性肝损伤创面愈合相关纤维化过程的主要参与者之一[3-4]。在健康器官中，它们是非实质细胞群的一部分，占据肝细胞和窦状内皮细胞之间的间隙 [5]。在组织损伤、炎症和伴随的可溶性介质（例如TGF-β）激活后，HSCs转分化为肌成纤维细胞样细胞，表现出增殖、收缩和成纤维特性，成为纤维化肝脏中纤维性胶原的主要来源 [4，6]。HSCs还参与邻近细胞的复杂交互，以促进肝纤维化进展。因此，阐明HSCs的分子调控机制对ALD的治疗具有重要的意义。
微小RNA（microRNAs，miRNAs）是一种由18～24个核苷酸的组成的非编码RNA，通常情况下，miRNA在细胞质RNA诱导沉默复合体中与靶mRNA的3'-UTR相互作用以抑制mRNA翻译和诱导降解它 [7-8]。具体来说，一些miRNA，如miR-122和miR-21已被证明在ALD的肝纤维化的发展中发挥作用，调节包括组织炎症、细胞凋亡和HSCs的激活等过程 [9-10]。此外，由于miRNA释放到血液中的疾病依赖性以及它们在血清中的相对稳定性，miRNA是检测ALD严重程度和致癌性的潜在非侵袭性生物标志物 [11]。近期，Zhang等 [12]通过生物信息学分析发现，miR-29c-3p在ALD模型小鼠肝脏的表达水平显著低于正常小鼠，且预测其为ALD治疗的潜在靶标。然而，目前还没有文献报道，miR-29c-3p对ALD中HSCs活化，增殖和凋亡的调控机制。
综上所述，本研究拟探讨miR-29c-3p在静息和活化HSCs中的表达差异，并且检测其对HSCs活化，增殖和凋亡的影响，此外，笔者还拟通过生物信息学方法预测miR-29c-3p的下游靶标，并验证miR-29c-3p是否通过该靶标参与HSCs生物学行为的调控。
1. 材料与方法
1.1 小鼠HSCs的原代培养和鉴定
从C57BL/6 J小鼠（24.0～26.0 g，8～10周龄）中分离HSCs。简而言之，C57BL/6 J小鼠原位灌注四乙酸和胶原酶获得全肝细胞悬液，用Percoll密度梯度离心法获得HSCs。将细胞调整到3×106细胞/mL，接种在25 cm2的培养瓶中，其中含有包含10%胎牛血清的5mL DMEM完全培养基和1%青霉素/链霉素。采用TGF-β活化HSCs后，采用免疫荧光检测HSCs活化标志物ɑ-SMA的表达。简而言之，HSCs与一抗抗ɑ-SMA（1∶250）在4℃下孵育过夜，随后用二抗染色。在400倍放大的荧光显微镜下测量细胞ɑ-SMA荧光阳性表达的变化并收集图像。
1.2 细胞分组及转染
首先，为观察miR-29c-3p对HSCs的影响，将细胞分为NC组（未转染）、NCmimic组（转染miRNAmimic阴性对照）和miR-29c-3pmimic组（转染miR-29c-3pmimic）。为进一步观察miR-494-3p和IGF-1对HSCs的影响，将细胞分为NC组（未转染）、sh-NC组（转染sh-NC阴性对照）、sh-IGF-1组（转染sh-IGF-1）和sh-IGF-1+miR-29c-3pinhibitor组（同时转染sh-IGF-1和miR-29c-3pinhibitor）。miR-29c-3pmimic/inhibitor和sh-IGF-1，及它们对应的阴性对照购买于广州锐博生物技术有限公司。将HSCs接种于6孔板（5×104 细胞/mL），按照说明书使用Lipofectamine 2000试剂及分组信息，进行50 nM miR-29c-3p mimic/inhibitor/NCmimic/sh-IGF-1/ sh-NC的转染。转染48 h后，采用RT-qPCR和WB检测转染效率。
1.3 实时荧光定量聚合酶链反应（real-time quantitative polymerasechain reaction，RT-qPCR）
使用TRIzol Regent按照说明书提取HSCs的总RNA样本，然后用TurboDNase试剂盒去除DNA。用NanoDrop对提取的总RNA进行定量。用带用gDNA Eraser的PrimeScriptTM RT试剂盒逆转录将2 μg总RNA逆转录为cDNA。采用SYBR Green PCR Master Mix在Bio-Rad Real-Time PCR仪上进行qPCR检测miR-29c-3p的表达。采用U6作为内部参考。每个数据重复3次，用2-ΔΔCt法计算miR-29c-3p的相对表达水平。本研究使用的引物如下：miR-29c-3p sense：5’-GCTGACCGATTTCTCCTGGT-3’；miR-29c-3p antisense：5’-TCCCCCTACATCATAACCGA-3’；U6 sense：5’-CTAGATAATGGTGCTGATAGATGGA-3’；U6 antisense：5’-GGCACACCAGAAATCGAAGC-3’。
1.4 免疫印迹实验（western blot，WB）
使用RIPA裂解缓冲液从HSCs中提取总蛋白，使用BCA蛋白测定试剂盒测定蛋白浓度。通过聚丙烯酰胺凝胶电泳，将60 μg总蛋白质样本进行分离后，转移到硝化纤维素膜上。用5%脱脂牛奶进行阻断，在4℃下用小鼠单克隆抗ɑ-SMA（1∶1000），DDR2（1∶2000），FN1（1∶1000），ITGB1（1∶2000）和GFAP（1∶1000）孵育过夜。用TBST清洗膜，然后与适当的辣根过氧化物酶结合的二抗孵育。采用增强型化学发光试剂进行膜的显影，并使用Image Lab™软件捕获信号并定量条带灰度值。
1.5 双荧光素酶报告基因实验
采用Starbase数据库预测IGF-1和miR-29c-3p的3’ UTR结合序列。用PCR分别扩增野生型和突变型IGF-1与miR-29c-3p的3’ UTR结合序列，将片段装入pMIR-REPORT luciferase microRNA expression reporter vector。参照Lipofectamine 2000试剂盒说明书，将0.1 µg野生型和突变型的IGF-1荧光素酶报告载体分别共转染到带有miR-29c-3pmimic的HEK-293细胞中。转染48 h时后，收集细胞裂解液，根据制造商的说明书，使用双荧光素酶报告基因检测试剂盒测量各组的荧光素酶活性。
1.6 CCK-8实验
采用CCK-8试剂盒检测HSCs的细胞活力。简而言之，将5×104细胞/mL的各组HSCs加入96孔板中孵育24 h。各组HSCs转染24、48和72 h后，分别在各孔加入CCK8溶液。2 h后，使用酶标仪测量450 nm处的吸光度。
1.7 克隆形成实验
各组HSCs（5×102细胞/mL）接种到含有37℃预热培养基的6孔板中，置于37℃培养箱中培养。每2 d更换一次培养基，放置14 d。随后，各组HSCs用1∶3乙酸/甲醇固定30 min，用Giemsa染色20 min，肉眼计数细胞克隆数。
1.8 流式细胞术
采用Annexin V-FITC/PI试剂盒检测HSCs凋亡情况。取1×Annexin V结合液500 µL制备终浓度为1×106细胞/mL的HSC悬液，加入6孔板上。在细胞悬液中加入5 µL Annexin V-FITC和5 µL丙二碘，室温暗培养15 min。流式细胞术检测细胞凋亡情况。坏死细胞位于左上区（AnnexinV-，PI+），晚期凋亡细胞位于右上区（AnnexinV+，PI+），活细胞位于左下区（AnnexinV-，PI-），早期凋亡细胞位于右上区（AnnexinV+，PI-）。
1.9 统计学处理
所有数据重复3次独立实验，数据以均数±标准差表示，并通过SPSS 22.0软件进行统计分析。根据数据组成，2组间比较使用student’s t检验，多组间比较采用单因素方差分析（两两比较采用LSD法），P < 0.05为有统计学意义。
2. 结果
2.1 HSCs的分离及miR-29c-3p表达差异
如图1A所示，ɑ-SMA阳性表达表明成功从小鼠中分离出HSCs。TGF-β处理细胞后，HSCs活化相关蛋白ɑ-SMA，DDR2，FN1和ITGB1表达水平明显增加，而GFAP的表达水平则反之（P < 0.01，图1B）。值得注意地，miR-29c-3p在激活的HSCs中呈现低表达（P < 0.01，图1C）。以上结果表明，HSCs被成功分离并激活，且miR-29c-3p在不同状态的HSCs中异常表达。
图 1 成功分离HSCs，并且miR-29c-3p在不同状态的HSCs中差异表达A：采用IF检测HSCs标志物ɑ-SMA是否表达；B：TGF-β处理HSCs前后，WB检测活化相关蛋白（ɑ-SMA，DDR2，FN1，ITGB1和GFAP）的表达；C：在静息及激活状态HSCs中，miR-29c-3p的表达差异。**P < 0.01，***P < 0.001。Figure 1. Successful isolation of HSCs and differential expression of miR-29c-3p in HSCs of different status.2.2 miR-29c-3p对HSCs活化，增殖和凋亡的影响
由于miR-29c-3p在HSCs中的异常状态，进一步探讨了miR-29c-3p对HSCs活化，增殖和凋亡的影响。首先，通过miRNAmimic外源性的调控了活化的HSCs中miR-29c-3p的表达。转染效率结果表明，miR-29c-3p mimic可以增加活化的HSCs中miR-29c-3p的表达水平（P < 0.001，图2A）。WB结果表明，过表达miR-29c-3p能够减低活化相关蛋白ɑ-SMA，DDR2，FN1和ITGB1表达水平，并增加GFAP的表达（P < 0.01，图2B）。相较于NCmimic组，miR-29c-3pmimic组中活化HSCs的增殖活力（P < 0.01，图2C）和克隆形成数（P < 0.01，图2D）均有降低，并且凋亡比例增加（P < 0.01，图2E）。以上结果表明，miR-29c-3p能够抑制HSCs的活化和增殖，并促进其凋亡。
图 2 miR-29c-3p抑制HSCs的活化和增殖，并促进其凋亡A：采用RT-qPCR检测miR-29c-3p mimic的转染效率；B：通过WB检测miR-29c-3p对活化相关蛋白（ɑ-SMA，DDR2，FN1，ITGB1和GFAP）表达的影响；C：CCK-8试剂盒检测不同组别中TGF-β激活的HSCs增殖活力；D：克隆形成实验检测miR-29c-3p对活化HSCs的克隆形成数的影响；E：流式细胞术检测活化HSCs的凋亡比例。**P < 0.01，***P < 0.001。Figure 2. miR-29c-3p inhibits the activation and proliferation of HSCs and promotes their apoptosis.2.3 miR-29c-3p下游靶标预测及验证
调控下游mRNA的表达是miRNA在生物学进程中的主要功能之一。因此，笔者通过Starbase数据库预测了miR-29c-3p的下游可能靶标。如图3A所示，IGF-1可能是miR-29c-3p的下游靶标，并且通过双荧光素酶报告基因检测发现，miR-29c-3p mimic能够抑制细胞内野生型IGF-1的荧光素酶活性（P < 0.01），但是对突变型IGF-1的荧光素酶活性无影响（P > 0.01）。进一步，通过WB检测了miR-29c-3p对活化HSCs中IGF-1表达的影响。结果显示，过表达miR-29c-3p可抑制IGF-1的表达（P < 0.01，图3B），低表达miR-29c-3p能促进活化HSCs中IGF-1表达（P < 0.01，图3B）。以上结果表明，在HSCs中，IGF-1是miR-29c-3p的下游靶标。
图 3 IGF-1是miR-29c-3p下游靶标mRNAA：Starbase数据库预测得到的miR-29c-3p与IGF-1的潜在3’ UTR结合序列（上），并且突变IGF-1的3’ UTR结合序列后，双荧光素酶报告基因实验验证miR-29c-3p与IGF-1的靶向关系（下）；B：活化的HSCs中分别转染miR-29c-3p inhibitor和miR-29c-3p mimic，采用WB检测IGF-1的表达变化。**P < 0.01。Figure 3. IGF-1 is a downstream target mRNA of miR-29c-3p.2.4 miR-29c-3p通过IGF1对HSCs活化，增殖和凋亡的影响
进一步探讨了miR-29c-3p是否是通过IGF1对HSCs活化，增殖和凋亡产生影响的。结果表明，活化的HSCs中转染miR-29c-3pinhibitor或sh-IGF-1能够降低miR-29c-3p或IGF-1的表达水平（P < 0.05，图4A、图4B）。回复实验表明，相较于sh-NC组，sh-IGF-1组中活化相关蛋白ɑ-SMA，DDR2，FN1和ITGB1表达水平降低，并且GFAP的表达增加（P < 0.05，图4C）；相较于sh-IGF-1组，sh-IGF-1+miR-29c-3pinhibitor组中活化相关蛋白ɑ-SMA，DDR2，FN1和ITGB1表达水平增加，并且GFAP的表达减少（P < 0.05，图4C）。此外，敲低IGF-1的表达能够降低活化HSCs的增殖活力（P < 0.01，图4D）和克隆形成数（P < 0.01，图4E），并且增加其凋亡水平（P < 0.001，图4F），但是在此基础上同时敲低miR-29c-3p的表达则会逆转这一过程。以上结果表明，IGF-1能够促进HSCs的活化和增殖，并抑制其凋亡，这一功能被miR-29c-3p靶向抑制。
图 4 miR-29c-3p通过IGF-1抑制HSCs的活化和增殖，并促进其凋亡A： miR-29c-3p inhibior的转染效率；B：通过WB检测得到的sh-IGF-1的转染效率；C：不同组别HSCs中活化相关蛋白（ɑ-SMA，DDR2，FN1，ITGB1和GFAP）表达的表达变化；D：CCK-8实验检测活化的HSCs增殖活力；E：克隆形成实验得到的不同组别中活化HSCs的克隆形成数；F：流式细胞术检测活化HSCs的凋亡比例。与sh-NC组比较，aP < 0.05，aaP < 0.01，aaaP < 0.001；与sh-IGF-1组比较，bP < 0.05，bbP < 0.01，bbbP < 0.001；*P < 0.05，***P < 0.001。Figure 4. miR-29c-3p inhibits the activation and proliferation of HSCs and promotes their apoptosis through IGF-1.3. 讨论
非酒精性脂肪肝（Non-alcoholic fatty liver disease，NAFLD）及其晚期形式-非酒精性脂肪性肝炎（non-alcoholic steatohepatitis，NASH）已成为一种代谢性流行病[2]。此前的生物信息学分析表明，miR-29c-3p在ALD患者血液中的表达水平显著低于正常人群[12]，但是其功能还没有在ALD中得到验证。在本研究中，笔者成功分离了小鼠中的HSCs，并且发现激活的HSCs中miR-29c-3p异常低表达。此外，笔者还发现，过表达miR-29c-3p能够抑制HSCs的激活和增殖，并促进其凋亡。值得注意地，miR-29c-3p的这一功能是通过靶向调控IGF-1的表达实现的。这些结果证实了Yao等[12]的预测，并为miR-29c-3p作为ALD的治疗靶标提供了理论基础。
HSCs活化是ALD进程中肝纤维化的关键事件，也是肝脏细胞外基质的主要来源之一，它们已被确定为主要负责肝脏纤维化发展的前体细胞类型 [13]。肝损伤后，HSC经历活化，导致典型的星形，脂肪储存表型的丧失和肌成纤维母细胞样表型的获得 [13-14]。因此，为了缓解ALD的发展进程，如何抑制HSCs的活化成为了主要目标之一。研究表明，ɑ-SMA，DDR2，FN1，ITGB1和GFAP已成为研究做多的HSCs活化标志物 [15-16]。在笔者的研究中发现miR-29c-3pmimic可以抑制ɑ-SMA，DDR2，FN1和ITGB1，并促进HSCs中GFAP的表达。这表明，过表达miR-29c-3p可以抑制HSCs的活化，这对缓解ALD的肝纤维化至关重要。此外，介导HSCs增殖和凋亡对明晰ALD的机制也是十分重要的。例如，Liang等[17]表明，嘌呤信号通路调节HSCs激活和增殖，这在ALD中起着关键作用。研究表明，miRNA-150-5p抑制HSCs增殖，并在肝纤维化期间使HSCs凋亡敏感，这有利于缓解ALD的肝纤维化进程 [18]。本研究表明：miR-29c-3p的过表达对HSCs的增殖是有抑制作用的，并且促进HSCs的凋亡。此外，Chen等 [19]表明，miR-29c-3p通过激活ADH6增强子促进酒精脱氢酶（alcohol dehydrogenase，ADHs）基因簇表达，而ADHs在酒精代谢和酒精毒性中起着至关重要的作用，这或许是miR-29c-3p调控HSCs参与ALD的机制之一。
众所周知，miRNAs通过介导下游靶标mRNA的表达是参与调控多种生物学进程的主要途径之一[20-21]。在本研究中，通过Starbase数据库预测发现IGF-1是miR-29c-3p的下游靶标之一，并通过双荧光素酶报告基因实验进行了验证。IGF-1是一种70-氨基酸合成代谢激素，具有多种内分泌，旁分泌和自分泌作用[22]。胰岛素样生长因子-1（Insulin-like growth factor-1, IGF-1）和 IGF 结合蛋白（IGF-binding proteins, IGFBPs）在包括肝脏在内的多种组织中产生，主要是对生长激素（growth hormone, GH）信号的反应。肝脏合成的 IGF-1 和 IGFBPs 占全身循环 IGF-1 和 IGFBPs 的大部分[23]。众所周知，IGF-1主要由肝脏产生（占循环IGF-1的75%），但几乎每个组织都能够分泌IGF-1用于自分泌/旁分泌的目的[22-23]。此前的研究表明，IGF-1是非酒精性脂肪性肝病（non-alcoholic fatty liver disease，NAFLD）/非酒精性脂肪性肝炎（non-alcoholic steatohepatitis，NASH）治疗的生物学靶标，IGF-I可以调控细胞衰老和激活，从而介导NASH中的肝纤维化[24-26]。IGF-I治疗已被证明可以改善NASH和肝硬化的动物模型[27-28]，表明IGF-I在这些条件下的潜在临床应用。在ALD中，有研究表明，S-烯丙基巯半胱氨酸通过直接调节IGF-I信号通路来改善ALD[29]。Mølle等[30]表明，IGF-I是ALD患者的生存独立预测因子。本研究中，HSCs中转染sh-IGF-1能够降低细胞活化和增殖，并上调其凋亡比例。但是，这一过程受miR-29c-3p的调控。
综上所述，笔者证明了miR-29c-3p能够通过靶向下调IGF-1的表达水平，进而抑制HSCs活化和增殖，并促进其凋亡。本研究为AH提供了新的治疗策略。但是，本研究仅仅只在HSCs验证了miR-29c-3p的功能，体内实验验证miR-29c-3p在ALD中的功能仍需进一步的挖掘。
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图 1 检测 CD147在宫颈癌细胞中的表达水平及慢病毒转染效率
A：CD147蛋白在宫颈癌及正常宫颈上皮细胞中的相对表达量；B：转染慢病毒后CD147的 mRNA 的表达情况；C：转染慢病毒后CD147蛋白的相对表达量；D：慢病毒转染CD147细胞后绿色荧光表达情况 ( 标尺为100 μm)；ns：差异无统计学意义；****P < 0.0001。
Figure 1. The expression level of CD147 in cervical cancer cells and the transfection efficiency of lentivirus were detected
图 2 下调CD147 对 SiHa 细胞AIM2炎症小体信号通路的影响
A：下调 CD147后 AIM2、Caspase-1、IL-18、GSDMD 的 mRNA 的表达情况；B：下调 CD147后 AIM2、Caspase-1、IL-18、GSDMD 蛋白的相对表达量；ns：无统计学差异；***P < 0.001；****P < 0.0001。
Figure 2. Effect of down-regulating CD147 on AIM2 inflammasome signaling pathway in SiHa cells
图 3 下调CD147对宫颈癌SiHa细胞焦亡的影响
A：荧光倒置显微镜观测下调 CD147对SiHa 细胞形态影响（ 标尺为100 μm）；B： 下调 CD147对SiHa 细胞释放乳酸脱氢酶水平的影响；***P < 0.001。
Figure 3. Effect of down-regulation of CD147 on pyroptosis in cervical cancer SiHa cells
图 4 下调 CD147 后宫颈癌 SiHa 细胞增殖克隆能力情况
A：下调 CD147对SiHa 细胞增殖影响；B：下调 CD147对SiHa 细胞集落形成情况；***P < 0.001；****P < 0.0001。
Figure 4. The proliferation and cloning ability of cervical cancer SiHa cells after down-regulation of CD147
表 1 RT-qPCR检测基因的引物序列
Table 1. Primer sequences of genes detected by RT-qPCR
基因 引物序列 CD147 F-TGTTCGTGCTGCTGGGATTCG
R-GAGCCAAGGTCTTCTACGGTAGTGAIM2 F-TATCGGCACAGTGGTTTCTTAGAGG
R-GGGCTGAGTTTGAAGCGTGTTGCaspase-1 F-CCCACATCCTCAGGCTCAGAAG
R-TGCGGCTTGACTTGTCCATTATTGIL-18 F-TGGCTGCTGAACCAGTAGAAGAC
R-GAGGCCGATTTCCTTGGTCAATGGSDMD F-CCAGAAGAAGACGGTCACCATCC
R-TGGAACGCTTGTGGCCTGTCGAPDH F-TGCACCACCAACTGCTTAGC
R-GGCATGGACTGTGGTCATGAG
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