Rare Cases of Hepatitis B Virus Infection Combined with Severe Cholinesterase Deficiency not Caused by Liver Dysfunction: Two Case Reports and Literature Review
-
摘要:
目的 分析乙肝病毒感染合并非肝脏合成功能障碍所致的胆碱酯酶（CHE）极度降低的罕见病例，探讨其临床意义。 方法 收集2021年7月和2022年2月在昆明市第三人民医院住院的2例罕见病例的临床资料，包括肝功能、凝血功能、乙肝标记物、乙肝病毒量、全外显子测序等进行分析，并作文献复习。 结果 2例乙肝病毒感染患者均长期CHE极度降低，肝脏合成功能良好，全外显子测序均显示存在血清胆碱酯酶（BCHE）基因突变。 结论 案例CHE极度低下并非是肝脏合成功能障碍所致。全外显子测序检出了2例患者的BCHE基因突变，非肝脏合成功能障碍所致的胆碱酯酶极度降低患者，进行BCHE基因突变筛查可能是必要的。 Abstract:Objective To analyze the hepatitis B virus infection with extreme reduction of cholinesterase（CHE） not caused by liver synthesis dysfunction, and to explore its clinical significance. Methods The clinical data of 2 rare cases hospitalized in the 3rd people’ s hospital of Kunming in July 2021 and February 2022, including liver function, coagulation function, hepatitis B markers, hepatitis B virus volume, and whole exon sequencing, were collected and analyzed, and literature was reviewed. Results CHE was extremely reduced in 2 patients with HBV infection, liver synthesis function was good, and whole exon sequencing showed the presence of butyrylcholinesterase（BCHE） gene mutation. Conclusion The extremely low CHE in this case is not due to liver function disorder. Exon sequencing detected mutations in the BCHE gene in two patients. Screening for BCHE mutations may be necessary in patients with extremely low cholinesterase levels not due to liver dysfunction. -
间质性膀胱炎（interstitial cystitis，IC）是一种病因不明的慢性疾病，又称膀胱疼痛综合征，以储尿期的膀胱疼痛和尿频、尿急等非特异性症状为特征[1]。流行病学研究表明，IC的发病率大约为0.1%；近来，IC在女性群体中的发病率上升至2%左右，其危险因素包括女性激素使用、妊娠终止、妊娠相关（膀胱压迫、尿路感染）和精神类疾病，尤其是抑郁症和恐慌症[2]。
膀胱壁尿路上皮的尿液屏障功能主要由位于膀胱粘膜层的尿路上皮细胞及存在于其细胞间隙的葡萄糖胺聚糖（glycosaminoglycan，GAG）构成，是阻碍尿液成分向尿路上皮下渗透的关键结构[3]。尿路上皮对尿液的屏障缺陷使尿液中的高渗透性物质侵入到膀胱黏膜下层次，诱发尿路上皮及其固有层炎症水肿反应[4]，可能是引起IC的主要原因。因此，研究尿路上皮尿液屏障异常的机制对IC的临床诊断和治疗十分重要。
IC患者膀胱壁的病理检测多表现为炎症反应和实质纤维化[5]。LL-37是目前已知一类可由人体自身细胞合成的抗菌肽，是泌尿系统感染过程中天然的抗生素和免疫调节剂[6]。然而，已有研究证实，一定剂量的LL-37对真核细胞具有细胞毒性[7]。尿液中如果持续存在过高浓度的LL-37，则有可能诱发炎症反应，逐步破坏尿路上皮细胞的跨膜屏障功能，导致IC/BPS相关临床症状和病理改变出现。Martin等[8]报道，LL-37膀胱灌注可诱导IC小鼠模型。
本研究团队在前期研究中已成功构建抗菌肽LL-37诱导大鼠膀胱炎症反应模型，并证实在该模型中大鼠膀胱壁肥大细胞脱颗粒现象显著，相关炎症因子表达明显上调，说明大鼠LL-37膀胱灌注是有效的BPS/IC动物实验模型[9]。在本研究中，笔者进一步通过LL-37在体外实验条件下诱导尿路上皮细胞，探讨LL-37对尿路上皮细胞屏障功能的作用。
1. 材料与方法
1.1 实验材料
1.1.1 实验细胞
人尿路上皮永生化细胞SV-HUC-1（货号：HT-X1556）购自深圳豪地华拓生物科技有限公司。
1.1.2 主要试剂
F12K培养基（货号：21127030）、胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）购自美国Thermo Fisher；1%双抗购自武汉普诺赛生命科技有限公司；TRIzol试剂购自美国Life Technologies；逆转录试剂盒（TIANSeq M-MLV逆转录酶）、SYBR Green荧光定量PCR试剂盒（SuperReal PreMix Plus）购自北京天根生化科技有限公司；荧光定量PCR引物自上海生工生物工程股份有限公司订制；RIPA裂解液购自北京索莱宝科技有限公司；CCK-8试剂盒、PVDF膜、BCA蛋白浓度测定试剂盒购自上海碧云天生物科技有限公司；HS3ST2、β-actin抗体英国Abcam；抗菌肽LL-37购自美国MCE。
1.2 实验方法
1.2.1 细胞培养
将SV-HUC-1细胞培养在含10% FBS和1%双抗的F12K培养基中，置于5% CO2的37 ℃细胞培养箱中常规培养24 h。
1.2.2 细胞处理及分组
将SV-HUC-1细胞分别暴露于0（对照组）、0.1、1、10、20、100、200 μg/mL LL-37的环境中24 h，随后分别用上皮细胞跨膜电阻仪、CCK-8和流式细胞仪检测细胞的跨膜电阻、细胞增殖活力、细胞周期和钙离子浓度。再将上述分组处理的细胞收获后，采用RT-qPCR和Western blot检测GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达水平。
1.2.3 RT-qPCR检测mRNA的表达
收集各组SV-HUC-1细胞，采用TRIzol试剂法提取各组细胞中的总RNA，再采用逆转录试剂盒获得cDNA，最后采用SYBR Green荧光定量PCR试剂盒配置RT-qPCR反应96孔板，在Applied Biosystems 7500型定量PCR仪上进行反应。反应条件为：94 ℃ 15 min，随后95 ℃ 10 s、55 ℃ 30 s、72 ℃32 s循环40次。mRNA相对表达水平采用2-ΔΔCT法计算。以GAPDH为内参，进行归一化处理。引物序列，见表1。
表 1 引物序列Table 1. Primer sequences目的基因 引物序列（F：正向序列；R：反向序列；5′-3′） HS2ST1 F: CAGCGGCGTTGGTGATAGCG R: AGAGAGCGACAGCGAGAGAACC HS3ST1 F: CCAAGTGTTCTACAACCACATG R: CTTTAGGAACCTCTCGACCTTT HS3ST2 F: CTTACCTGTGTTACAGCTTCCT R: CTTCTGGAGAAGTTTCTGGCC HS3ST3A1 F: AACCTGAACTCGGGCGGAGAG R: GTGGCGAGCGACAGTGACTTC HS6ST1 F: GAAGACGTCGTTGCATATGTG R: GATGAAGGACAGGTTGTAGCAG 1.2.4 Western blot检测通路蛋白表达
用蛋白抑制剂修饰的RIPA裂解液裂解SV-HUC-1细胞，获得细胞中的总蛋白，用BCA蛋白检测试剂盒检测蛋白质的浓度和纯度。每通道加入50 μg蛋白质在10% SDS-PAGE凝胶上进行电泳分离，随后转移至PVDF膜上。室温下用含5%脱脂牛奶的TBS溶液封闭PVDF膜2 h，再与一抗4 ℃条件下孵育过夜。次日用TBST缓冲液洗涤PVDF膜3次，随后用与辣根过氧化物酶结合的二抗在室温下孵育30 min。TBST缓冲液再次清洗膜并用ECL化学发光试剂处理1 min。最后使用荧光成像系统成像，利用Image J软件分析蛋白条带灰度值并记录实验数据。
1.2.5 CCK-8检测细胞增殖活力
收集细胞，调整细胞密度为2×104个/mL的单细胞悬液，向96孔板中接种细胞，每孔100 μL，培养板置于37 ℃、5% CO2细胞培养箱中培养。分别在培养后的第6、12、24、36、48 h时向每孔中加入10 μL CCK-8溶液。继续培养2 h，通过酶标仪检测450 nm处的吸光度值，记录实验数据。
1.2.6 流式细胞术检测细胞周期和钙离子
细胞周期检测：调整细胞，在每个培养皿中加入1×105个细胞，细胞培养箱中过夜培养。PBS清洗细胞，加入0.25%胰蛋白酶消化，收集细胞于离心管中，11000 r/min离心6 min，弃上清。将预冷的PBS溶液加至离心管，反复轻轻吹打细胞，清洗2次后，将细胞收集至EP管，同时向EP管中加入500 μL预冷的乙醇，混匀，4 ℃过夜孵育。取出细胞，1100 r/min离心6min，加入预冷的PBS洗涤，再次离心，弃上清。加入500 μLPBS重悬细胞，同时加入10 μL RNase A溶液37 ℃孵育。30 min后，加入5 μL PI染液混匀，4 ℃避光孵育30 min，流式细胞仪检测细胞周期。
钙离子检测：Fluo-3 AM用无水DMSO溶解，向储存液中加入等20%体积的Pluronic溶液，制得2～5 mM的储存液。将Fluo-3 AM溶液用HBSS稀释制得4μM的Fluo-3 AM工作液。向细胞中加入Fluo-3 AM工作液，细胞培养箱中继续培养。20 min后向细胞中加入5倍体积的含1% FBS的HBSS，继续培养40 min。用HEPES生理盐水缓冲液洗涤细胞3次，再用HEPES生理盐水缓冲液重悬细胞，制得1×105个/mL的细胞悬液。置于细胞培养箱中培养10 min，流式细胞仪检测钙离子水平。激发波长为488 nm，发射波长为525 nm。
1.2.7 上皮细胞跨膜电阻测量仪检测跨上皮细胞电阻
将各组细胞接种至Transwell嵌套的6孔培养板，电阻测量仪的电极分别插入上部空间和下部空间。将细胞培养液和空白电阻嵌套培养板电阻的和设为空白值，每隔12 h测定跨上皮细胞电阻，当跨上皮细胞电阻值达30 Ohm cm2（Ωcm2）时开始正式测量。小心移除培养板上的液体，细胞用37 ℃预热的HBSS Hanks洗涤3次，向每孔中加入细胞培养液，检测各组细胞的跨上皮细胞电阻值。
1.3 统计学处理
所有实验数据采用GraphPad Prism 9.0进行数据分析并作图。其中，2组间比较采用Student’ s t检验，多组间比较采用one-way ANOVA检验，若ANOVA检验差异有统计学意义则进一步采用Dunnett-t 检验进行两两比较。P < 0.05为差异有统计学意义。
2. 结果
2.1 LL-37可促进尿路上皮细胞小分子溶质屏障功能受损并抑制细胞增殖
采用不同浓度的LL-37处理尿路上皮永生化细胞SV-HUC-1，通过上皮细胞跨膜电阻测量仪检测各组细胞的跨膜电阻，结果表明，0.1、1、10、20 μg/mL LL-37处理对SV-HUC-1细胞的跨膜电阻没有显著影响（对照组至20 μg/mL LL-37组TEER值分别为 [（67.36±4.95）、（65.45±6.71）、（71.01±2.83）、（69.60±2.47）、（67.28±4.60 ）] Ωcm2，100和200 μg/mL LL-37可显著抑制细胞的跨上皮电阻（100 μg/mL和200 μg/mL LL-37组TEER值分别为[（54.42±5.66）、（41.89±3.89 ）] Ωcm2，且差异有统计学意义（P < 0.05），见图1A。CCK-8检测显示，与对照组相比，SV-HUC-1细胞的增殖活力可被100 μg/mL LL-37显著降低（P < 0.05），见图1B，在1和10μg/mL LL-37组中当培养至48 h时也可见细胞的增值活力显著低于对照组。通过流式细胞术检测细胞周期，结果表明，与对照组相比[G0/G1：（31.83±1.89）%]，100和200 μg/mL LL-37同样可显著提高SV-HUC-1细胞处于G0/G1期的比例 [100 μg/mL LL-37组G0/G1：（36.62±1.63）%；200 μg/mL LL-37组G0/G1：（36.25±2.06）%；与对照组相比（P < 0.05）]，见图1C、图1D。说明细胞增值受到显著抑制。
图 1 LL-37显著降低SV-HUC-1细胞的增殖活力和跨膜电阻A：跨膜电阻测量仪检测SV-HUC-1细胞跨膜电阻；B：CCK-8检测细胞增殖活力；C、D：流式细胞仪检测细胞周期。*P < 0.05。Figure 1. LL-37 significantly reduced the proliferative activity and transmembrane resistance of SV-HUC-1 cells2.2 LL-37调控膀胱尿路上皮细胞中钙离子浓度和GAGs的产生
通过流式细胞术检测SV-HUC-1细胞中的钙离子浓度，结果表明，LL-37处理后的尿路上皮细胞内钙离子浓度显著升高，其中，1 μg/mL LL-37既可使细胞内钙离子浓度升高，（104.11±55.67） vs （273.92±73.64），差异有统计学意义（P < 0.05），见图2A、图2B。10和100 μg/mL LL-37则进一步显著提高细胞内钙离子浓度[（104.11±55.67） vs （345.45±16.95），（104.11±55.67） vs （349.73±36.92），（P < 0.01）]见图2A、图2B。经RT-qPCR检测各组细胞中GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达水平，结果显示，10 μg/mL和100 μg/mL LL-37组SV-HUC-1细胞中HS3ST2的表达显著高于对照组，其中10 μg/mL组HS3ST2表达平均上调1.88倍（P < 0.05），见图2C，100 μg/mL组HS3ST2表达平均上调7.61倍（P < 0.01），见图2C。再采用WB验证HS3ST2在蛋白表达水平的差异，结果显示，与对照组相比1μg/mL组HS3ST2蛋白表达平均上调2.41倍（P < 0.05），见图2D。10 μg/mL组和100 μg/mL组蛋白表达分别平均上调3.23倍和3.41倍（P < 0.01），图2D。
图 2 LL-37调控SV-HUC-1细胞内钙离子浓度和GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达A、B：流式细胞术检测细胞中的钙离子；C：RT-qPCR检测GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达；D：WB检测GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达。*P < 0.05，**P < 0.01。Figure 2. LL-37 Regulating the Intracellular Calcium Ion Concentration of SV-HUC-1 and the Expression of heparan sulfate，a key component of GAGs3. 讨论
IC是一种以“储尿期下腹部、会阴部慢性疼痛，迫使患者反复排尿”为表现的疾病，严重时可影响患者的身心健康，降低患者的家庭和社会活动能力。由于对该疾患的发生和发展尚无清晰认识，临床工作中只能以患者的主观症状和排除其他可能疾病作为诊断依据，并给予经验性的治疗，许多患者与膀胱疼痛症状终生相伴。因此，探索和解释 IC 的病因和发病机制，从中寻找有效的治疗方法，是目前泌尿尿控亚专科发展亟待攻克的难题。
LL-37是一种人类抗微生物肽，可由多种类型的细胞合成，包括上皮细胞和循环中性粒细胞[10]，在感染相关的或感染无关的IC患者尿液中水平升高[11-12]。LL-37是一种高效的炎性氨基酸序列，可在尿路上皮引起细胞凋亡，诱导白细胞趋化，刺激肥大细胞脱颗粒，增强中性粒细胞功能，诱导炎性趋化因子，增加组织中的血管形成，增加细胞外基质沉积使膀胱壁纤维化[10，13]。Oottamasathien等[12]报道，LL-37在IC患者中表达升高，在小鼠LL-37剂量递增小鼠实验中，较高浓度的LL-37会增加小鼠的IC炎症反应，同时肥大细胞浸润明显增加。Lee等[14]研究发现，LL-37可迅速诱导尿路上皮细胞中ATP的释放和细胞凋亡，GAG类似物GM-0111可通过阻断细胞凋亡和尿路上皮细胞释放ATP抑制IC的发展。
本项研究在既往动物实验的基础上[9]，首次在体外实验条件下使用抗菌肽LL-37刺激尿路上皮细胞。通过上皮细胞跨膜电阻测量和细胞内钙离子浓度测定证实了LL-37可在体外实验条件下破坏尿路上皮细胞的跨膜屏障功能，通过CCK8试剂盒和流式细胞术细胞周期检测证实了LL-37可在体外实验条件下抑制尿路上皮细胞的增殖活性，并通过RT-qPCR和WB检测证实了LL-37可在体外实验条件中下调尿路上皮细胞GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达，上述特征符合IC的临床表现。此外，通过对LL-37不同浓度梯度条件下尿路上皮细胞GAGs表达差异和跨膜屏障破坏程度的检测，笔者探明了适于体外研究尿路上皮跨膜屏障损伤机制的实验方案，有助于系列课题的进一步开展和对IC病理机制的深入研究。
目前，已有报道JAK/STAT[15]、AKT/mTOR[16]、NF-κB[17]等信号通路参与调控IC发生与发展。丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinases，MAPK）是一种丝氨酸/苏氨酸激酶，是真核生物特有的进化保守信号转导酶，C-JUN N端激酶（JNK）是MAPK超家族成员，是参与炎症发生的重要信号通路。JNK可在包括氧化应激和细胞因子等刺激下被激活和磷酸化，激活的JNK磷酸化C-JUN，促进激活蛋白AP-1转录因子复合物的形成，这些复合物参与了多种炎症基因的形成[18-19]。Zhao等[20]研究发现，JNK信号通路在IC患者中被激活，JNK、C-JUN、p-JNK、p-C-JUN、IL-6和TNF-α表达显著增加，导致IC中的炎症，JNK抑制剂可有效抑制p-JNK、p-C-JUN、IL-6和TNF-α表达，抑制IC模型大鼠的膀胱炎，改善膀胱排尿功能。Song等[15]研究发现，miR-132在IC模型大鼠膀胱组织中表达升高，抑制miR-132可阻断制JAK/STAT信号通路的激活，从而减少IC大鼠胶原纤维、炎性细胞浸润和肥大细胞减少，抑制IL-6、IL-10、IFN-γ、TNF-α、ICAM 1、Collagen I/III型胶原表达，减轻IC炎性反应和膀胱逼尿肌纤维化。本课题组将利用已掌握的抗菌肽LL-37大鼠IC动物模型和本文中展示的体外抗菌肽LL-37尿路上皮跨膜屏障损伤模型进一步IC疾病的发生和发展过程进行深入研究，以期揭示IC疾病的病理过程和转化有针对性的临床诊疗方案。
综上所述，抗菌肽LL-37可抑制SV-HUC-1细胞内GAGs关键成分硫酸乙酰肝素的表达，并破坏SV-HUC-1的细胞增殖和跨膜屏障功能。对该体外细胞实验模型的进一步研究将有助于揭示IC疾病发生过程。
-
图 1 病例1的全外显子测序及家系验证图谱
BCHE基因发生2个突变，分别为NM_000055:exon2: c.1240C>T: p.Arg414Cys和NM_000055:exon2:c.401dup: p.Asn134LysfsTer24。蓝色阴影为发生基因突变的位点。
Figure 1. Whole exon sequencing and family verification of case 1
图 2 人类BCHE基因图谱及常见的物种突变情况[5]
Figure 2. Human BCHE gene map and common species mutations
表 1 病例2全外显子测序检出的BCHE基因突变情况
Table 1. BCHE gene mutations detected by whole exon sequencing in case 2
基因（参考序列） 变异 染色体位置 变异频率 BCHE（NM_000055.2） c.1699G>A（p.A567T）纯合变异 Chr3: 165491280 0.1137 BCHE（NM_000055.2） c.1177G>C（p.G393R）杂合变异 Chr3: 165547645 0.0017 
下载: 导出CSV
-
[1] 张明,李盾,陈仪本,等. 乙酰胆碱酯酶分子生物学研究进展[J]. 农药,2006,45(1):8-11. doi: 10.3969/j.issn.1006-0413.2006.01.003 [2] Andersson M L,M Ller A M,Wildgaard K. Butyrylcholinesterase deficiency and its clinical importance in anaesthesia: A systematic review[J]. Anaesthesia,2019,74(4):518-528. doi: 10.1111/anae.14545 [3] Trujillo R, West W P. Pseudocholinesterase deficiency [M]. StatPearls. Treasure Island （FL）; StatPearls Publishing Copyright © 2023, StatPearls Publishing LLC. 2023: 5-8. [4] Arslan M,Novak M,Rosenthal D,et al. Cholinesterase deficiency syndrome-A pitfall in the use of butyrylcholinesterase as a biomarker for Wilson's disease[J]. Biomolecules,2022,12(10):1398. doi: 10.3390/biom12101398 [5] Yen T,Nightingale B N,Burns J C,et al. Butyrylcholinesterase (BCHE) genotyping for post-succinylcholine apnea in an Australian population[J]. Clin Chem,2003,49(8):1297-1308. doi: 10.1373/49.8.1297 [6] Stockhoff L,Muellner-Bucsics T,Markova A A,et al. Low serum cholinesterase identifies patients with worse outcome and increased mortality after TIPS[J]. Hepatology Communications,2022,6(3):621-632. doi: 10.1002/hep4.1829 [7] Zivkovic A R,Schmidt K,Sigl A,et al. Reduced serum butyrylcholinesterase activity indicates severe systemic inflammation in critically ill patients[J]. Mediators of Inflammation,2015,2015(5):274607. [8] Decker S O,Kr Ger A,Wilk H,et al. Concurrent change in serum cholinesterase activity and midregional-proadrennomedullin level could predict patient outcome following liver transplantation[J]. Biomolecules,2022,12(7):989. doi: 10.3390/biom12070989 [9] Geng H,Wang S,Jin Y,et al. Nutritional status and body composition in Wilson disease: A cross-sectional study from China[J]. Frontiers in nutrition,2021,8(6):790520. [10] Bhusal S,Bhandari R,Dahal S,et al. Organophosphorus poisoning among patients admitted to the intensive care unit of the department of internal medicine in a tertiary care centre: A descriptive cross-sectional study[J]. JNMA; Journal of the Nepal Medical Association,2022,60(253):766-769. doi: 10.31729/jnma.7823 [11] Garmavy H M S,Mohammed A A,Rashid H M,et al. A meta-analysis of normal human blood cholinesterase activities determined by a modified electrometric method[J]. Journal of Medicine and Life,2023,16(1):22-34. doi: 10.25122/jml-2022-0215 [12] Anglister N,Gonen-Shalom S,Shlanger P,et al. Plasma cholinesterase activity: A benchmark for rapid detection of pesticide poisoning in an avian scavenger[J]. The Science of the Total Environment,2023,877(6):162903. [13] 杜锴. 血浆凝血因子及胆碱酯酶在肝硬化患者的表达及临床意义[J]. 四川解剖学杂志,2020,28(4):62-63. doi: 10.3969/j.issn.1005-1457.2020.04.029 [14] 孙志君. 胆碱酯酶活性检测对进行性肝硬化诊断的临床意义[J]. 中外医疗,2020,39(22):1-3. doi: 10.16662/j.cnki.1674-0742.2020.22.001 [15] Cornelius B W,Jacobs T M. Pseudocholinesterase deficiency considerations: A case study[J]. Anesthesia Progress,2020,67(3):177-184. doi: 10.2344/anpr-67-03-16 [16] Soliday F K,Conley Y P,Henker R. Pseudocholinesterase deficiency: a comprehensive review of genetic,acquired,and drug influences[J]. AANA Journal,2010,78(4):313-320. [17] Acharya S,Bhattarai S,Shrimanker I,et al. A prolonged paralysis with succinylcholine in pseudocholinesterase deficiency: An undesired effect[J]. QJM:Monthly Journal of the Association of Physicians,2022,115(8):547-548. doi: 10.1093/qjmed/hcac103 [18] Maxwell J,Boothby A,Osborne R,et al. Prolonged paralysis after electroconvulsive therapy due to butyrylcholinesterase gene mutation[J]. Journal of Clinical Psychopharmacology,2021,41(5):610-611. doi: 10.1097/JCP.0000000000001423 [19] Pradhan B K,Van Helmond N,Mitrev L V,et al. Hereditary pseudocholinesterase deficiency discovery after electroconvulsive therapy[J]. BMJ Case Reports,2021,14(1):154-159. [20] Yu R,Guo Y,Dan Y,et al. A novel mutation in the BCHE gene and phenotype identified in a child with low butyrylcholinesterase activity: A case report[J]. BMC Medical Genetics,2018,19(1):58. doi: 10.1186/s12881-018-0561-5 [21] Yang X,Dang P,Liu W,et al. The role of butyrylcholinesterase in the regulation of cognitive dysfunction in minimal hepatic encephalopathy: A potential blood marker of disease evolution[J]. Frontiers in Neurology,2022,13(9):990997. [22] Douville N J,Kheterpal S,Engoren M,et al. Genetic mutations associated with susceptibility to perioperative complications in a longitudinal biorepository with integrated genomic and electronic health records[J]. British Journal of Anaesthesia,2020,125(6):986-994. doi: 10.1016/j.bja.2020.08.009 [23] Kurnutala L N,Rugnath N. Pseudocholinesterase deficiency - Is succinylcholine still needed to facilitate endotracheal intubation?[J]. Cureus,2020,12(9):10721. [24] Muntoni S,Rojkind M,Muntoni S. Colchicine reduces procollagen III and increases pseudocholinesterase in chronic liver disease[J]. World Journal of Gastroenterology,2010,16(23):2889-2894. doi: 10.3748/wjg.v16.i23.2889 -
下载:
点击查看大图
计量
- 文章访问数: 1043
- HTML全文浏览量: 732
- PDF下载量: 21
- 被引次数: 0
